Collection Ouellet-Robert

Catégorie : Espèces d’insectes du Québec

  • Alydus eurinus (Say 1825)

    Alydus au pays des Merveilles

    Texte et photographies

    par Christian BARIL et Nicolas KURDI-TELLIER

    Texte et figures (sauf si indiqué) CC BY-SA 2018, par les auteurs.

    Au pays des petits, là où l’homme est un géant, où une toute petite musaraigne peut nous avaler tout rond et où les papillons sont de grands anges ailés aux couleurs vives, on aperçoit bouger sur les feuilles d’un plant de soya…

    Quelle est donc cette bestiole à l’allure fine, aux ailes serties de gravures presque artistiques, redoutable imitatrice de fourmis, et dont le nom seul, par sa sonorité, évoque le personnage d’une jeune fille perdue au pays des Merveilles? Alydus eurinus possède cependant une arme redoutable qui aurait assurément fait fuir tous les comparses fabuleux d’Alice et qui la distingue de la blonde fillette à la robe bleutée: des glandes odorantes bien efficaces, qui en intensité surpassent même celles de certains insectes pourtant taxonomiquement regroupés sous le nom de punaises puantes ou à bouclier (“stink bugs” ou pentatomes).

    Si notre Alydus n’en est pas une, de façon officielle, que peut-elle donc bien être¹? Une fourmi? Elle lui ressemble pourtant à s’y méprendre. Non, il suffit plutôt de regarder la tête, et sa largeur presque équivalente à celle de son thorax ne ment pas: le spécimen que nous avons capturé sur une plante à l’aide d’un filet fauchoir à la Station de biologie des Laurentides de Saint-Hippolyte le 1er septembre 2018 fait partie des “broad-headed bugs”, ou des punaises à tête large. Notre histoire avec Alydus eurinus commençait à s’écrire…

    ¹Alydus constitue un genre en classification taxonomique, mais, pour les besoins de l’histoire, le féminin sera ici emprunté à quelques reprises.

    Classification

    Classe: Insecta

    Ordre: Hemiptera

    Sous-ordre: Heteroptera

    Infra-ordre: Pentatomomorpha

    Superfamille: Coreoidea

    Famille: Alydidae

    Genre: Alydus

    Espèce: Alydus eurinus (Say, 1825)

    Pour consulter la classification complète, cliquez ici.

    D’où provient Alydus? Et de quel groupe fait-elle partie? En fait, elle appartient à l’ordre des hémiptères qui sont, chez les insectes, les plus nombreux des hémimétaboles, c’est-à-dire ceux dont la métamorphose est incomplète, et comprennent les hétéroptères possédant des hémélytres (moitié de l’aile antérieure membraneuse et l’autre épaissie en tegmen) ainsi que les homoptères, dont les ailes antérieures sont au contraire uniformes. Alydus vole, donc, même si, en l’occurrence, sur le terrain, elle est une meilleure coureuse! En anglais, comme le nom “bug” peut aussi faire référence aux bestioles en général, les hémiptères ont été affublées du surnom de “true bugs” pour les différencier et inclut les pucerons, psylles, cercopes, cigales, cicadelles et cochenilles, entre autres.  

    Les Pentatomomorpha représentent le second infra-ordre en importance chez les hétéroptères. Ces derniers, communément appelées punaises, ont développé un long rostre piqueur-suceur émergeant du devant de la tête qui, hormis quelques exceptions, est adapté à la phytophagie pour ce groupe, alors que pour la plupart des autres punaises ce type de rostre sert surtout à la prédation. Dans la superfamille des Coreoidea, le groupe le plus susceptible d’être confondu avec les Alydidae (il l’a d’ailleurs été de façon officielle pendant un certain temps) est celui des Coreidae, ou “leaf-footed bugs” (punaises à pattes en feuilles), mais comme son nom l’indique, l’élargissement des tibias arrière caractéristique  de ces espèces les distinguent de toute la finesse des Alydidae.

    MORPHOLOGIE GÉNÉRALE ET SPÉCIFIQUE

    Outre la tête pratiquement aussi large que le pronotum et une forme générale mince et allongée, une clé d’identification des différentes familles d’hémiptères que nous avons suivie étapes par étapes (celle de Borror, Triplehorn et Johnson dans la sixième édition de An introduction to the study of insects) nous a pointé en direction des caractéristiques de certaines punaises telles que: des antennes (plus longues que la tête et aux segments similaires (Figure 1) et un long rostre tous deux munis de 4 segments (Figure 2), des griffes apicales au tarse tri-segmenté, la présence d’ocelles, la vascularisation particulière de la membrane des hémélytres (Figure 1), une taille de plus de 10mm et une couleur généralement foncée. Pour identifier des caractères de plus en plus spécifiques à la famille des alydidés, nous avons remarqué que notre spécimen arbore une rangée d’épines aux fémurs arrières (Figure 3) alors que ses tibias (qui ne sont par ailleurs pas incurvés comme ceux d’espèces appartenant à d’autres familles) et les coins latéraux du pronotum (angle huméral) en sont dépourvus. Il ne porte pas non plus de cunéus, défini par une région triangulaire et apicale de l’aile sclérifiée, et la distance entre les deux ocelles est plus courte que la distance entre ces dernières et les yeux (Figure 4). En dépit du fait que ce caractère n’a pas été évident pour nous à observer, l’oreillette de la glande odorante, qui elle est pourtant fort bien développée, n’a pas de forme bilobée particulière. Mais ce qui nous aura surtout permis, en fin de parcours, de confirmer qu’il s’agissait bien d’Alydus eurinus dans notre filet et non, par exemple, de sa plus proche consoeur Alydus pilosulus, réside dans son absence de fascia¹ (sorte de gaine) formant une bande et une tache pâle sur le côté de la tête et du thorax: notre amie est noire comme le charbon!

    Figure 1: Vue du dessus d’un spécimen d’Alydus eurinus
    Figure 2: Vue latérale d’un spécimen d’Alydus eurinus
    Figure 3: Vue des pattes d’un spécimen d’Alydus eurinus
    Figure 4: Vue frontale d’un spécimen d’Alydus eurinus

    En effet, la tête, le thorax, le ventre et les pattes sont chez la plupart des individus d’un noir éclatant sur lesquels une multitude de petits poils grisâtres se dressent (Figure 5), et si certaines parties du corps, telles que les trois premiers articles des antennes, ne sont pas d’un noir immaculé, ils revêtent tout de même un dégradé de brun. La grandeur, quant à elle, varie selon le sexe, soit de 9.75 à 10.90 mm pour le mâle et de 10.50 à 14.50 mm pour la femelle (Schaffner, 1964 ).

    Figure 5: Vue latérale d’un spécimen d’Alydus eurinus

    Certaines caractéristiques, comme la présence de ponctuations sur le thorax et la tête (Figure 4), et la forme triangulaire de cette dernière, qui chez les larves, en l’absence d’ailes, donnent l’apparence de fourmis (Panizzi et Schaefer, 2015), confirment sans équivoque que nous étions face à Alydus eurinus. Il est par ailleurs intéressant de noter qu’Alydus n’a pas beaucoup d’ennemis et de prédateurs, seules quelques fourmis ont déjà été aperçues en train de s’attaquer à des larves. La question se pose: les facultés mimétiques de notre héroïne lui permettrait-elle de se soustraire aux yeux de ses pires ennemis?

    ¹L’identification à l’espèce a été effectuée avec la clé d’identification de Jansen et Halbert (2016) (Voir figure 6, image e-f, page 13 du document pour comparer A. eurinus et A. pilosulus Herrich-Schaeffer).

    BIOLOGIE GÉNÉRALE

    Répartition

    Notre noire Alice des micro-mondes pourrait être qualifiée de cosmopolite, car on peut la retrouver un peu partout sur le globe, mais elle est tout particulièrement présente en Amérique du Nord où on la retrouve en grand nombre et où elle est la plus commune. Au sein des alydidae, c’est la seule espèce à avoir été retrouvée dans chaque territoire des États-Unis (Yonke et Medler, 1968) et, plus précisément au Québec, Alydus eurinus est, selon les ouvrages, l’une des cinq ou six espèces de cette famille présentes sur le territoire.

    L’infime quantité d’articles ayant décrit la biologie d’Alydus eurinus sont pour la plupart américaines, et concernent des individus de la région du Wisconsin, qui subit aussi les soubresauts des saisonnalités, mais dont la teneur est évidemment moindre que chez nous, en région nordique. Il va donc de soi que les données comportementales des études présentées puissent varier chez nos spécimens locaux.

    Développement et reproduction

    Pour la plupart des alydidae, dont A. eurinus, deux générations complètes se succèdent par année. Les oeufs sont pondus chez les espèces nordiques avant l’hiver et les larves ne font leur apparition qu’en mai ou début juin. Cette période de «repos métabolique» est appelée la diapause. La ponte peut durer une cinquantaine de jours et génère en moyenne près de 300 oeufs, dont environ 75% écloront. Ces derniers sont ronds, de couleur brun-noir étincelant et sont pondus au sol de manière aléatoire, ou non-agglomérée, sans aucun attachement à un quelconque support,  comme le sol par exemple (Underhill, 1943). Une partie d’entre eux, tel que mentionné précédemment, servira même de nourriture aux larves déjà écloses. Alice devient alors Médée, le temps de quelques bouchées. La contrée des Merveilles devient celle de l’horreur. Car oui, le pays des insectes est parfois brutal et là-bas, il n’y a pas de Reine de Coeur, mais les têtes tombent néanmoins. Il a même été rapporté que des individus s’étaient nourris à même les corps tombés au combat (Yonke et Medler, 1968)…

    Ils s’ensuivra cinq stades larvaires pendant lesquels les individus nouvellement exuviés se démarqueront de leurs prédécesseurs par leur grosseur jusqu’à devenir adultes aux alentours du mois d’août, soit après plus de 30 jours passés au stade de larves (Yonke et Medler, 1968) aux allures fourmilières. La dernière mue est rapide chez Alydus: en 25 minutes, elle se départit de ses vieux apparâts de jeunesse! (Tout comme Alice d’ailleurs, qui est entrée et sortie d’un mystérieux terrier de lapin le temps d’un sommeil qui l’aura transformé à jamais…)

    En somme, de l’oeuf à l’adulte, le développement se déroulera donc en moyenne sur 40 à 50 jours (Underhill, 1943), et en excluant cette prédation par les larves et les fourmis, il est rarement compromis.

    Un mécanisme intéressant fut observé lors de la période de copulation, pendant laquelle les mâles, les femelles, mais aussi d’autres espèces comme A. pilosulus et Megalotomus quinquespinosus peuvent se regrouper sur des feuilles de légumineuses au même moment. Pour s’assurer que la copulation demeure intra-spécifique, les individus, mâles comme femelles, sont dotés d’organes de stridulation dont l’émission de sons permet non-seulement une différenciation entre espèces, mais aussi, comme elle varie d’un à l’autre, entre les sexes. Certes le son émis est moins impressionnant que celui produit par la plupart des orthoptères, mais il a tout de même une portée de quelques centimètres à la ronde, ce qui demeure un outil probant d’isolement pré-reproducteur dont l’efficacité peut se prouver par l’absence remarquée d’hybridisme entre ces espèces (Schaefer et Pupedis, 1981). Et une fois rassemblés, c’est l’amour! Un couple a déjà été pris en flagrant délit de tendresse près de 21 fois, dont la plus longue copulation fut d’une durée de 2 heures 25 minutes (Yonke et Medler, 1968)!

    Alimentation

    Le mode d’alimentation ne varie pas entre le stade larvaire et le stade adulte et consiste à la succion du nectar de la plante à l’aide du rostre. Contrairement à plusieurs autres phytophages, A. eurinus ne se contente cependant pas seulement des feuilles et des tiges, mais également se nourrira sur les graines et cosses d’une multitudes de plantes parmi lesquelles les favorites demeurent les pois, haricots, la luzerne, les trèfles et les vesces (Underhill, 1943). Ce mode d’alimentation amène inévitablement certaines questions sur l’impact économique que les alydidés peuvent générer en agriculture. Il est en ce sens plausible qu’elles soient vectrices de maladies et que les conséquences puissent être dommageables, surtout en regard de la variété de leur régime sur plusieurs types de légumineuses. Or, si peu d’études sur le sujet ont pu affirmer leur gravité sur l’abondance et la qualité des récoltes, il a été démontré que dans certains cas, suite au passage d’Alydus eurinus, certaines graines ont vu leur développement grandement affecté (Underhill, 1943). Il est également intéressant de noter qu’une certaine grégarité constatée lors de l’alimentation, peut évidemment contribuer à l’accentuation des dommages (Ventura et Panizzi, 2003).

    Les glandes odorantes: de la cannelle à la mouffette!

    On ne peut quitter le pays des Merveilles sans parler de l’arme secrète d’Alydus, qui revêt plusieurs fonctions et diffère selon le stade de développement. En effet, les fluides sont émis par deux glandes odorantes qui se situent sur le dos de l’abdomen chez les larves et sur le thorax chez les adultes (Figure 6), entre les pattes mésothoraciques et métathoraciques. Cette réassignation se fait donc lors de la métamorphose et implique des changements physiologiques d’un tissu à l’autre pour dégrader puis réabsorber le matériel glandulaire (Aldrich et al., 1972). Les glandes subissent aussi une histolyse au bout d’un certain temps, soit après 7 jours chez les larves et 25 jours chez les adultes, et au terme duquel elles perdent leur utilité fonctionnelle (Oetting et Yonke, 1978 ).

    La larve est plus prompte à émettre son fluide odorant (qui, contrairement aux adultes, peut avoir une teneur plus agréable grâce à ses composés aromatiques rappelant ceux de la cannelle): elle le fait dès qu’elle est touchée, souvent à la manière d’un jet, à la source de son irritation. Et l’émission peut surprendre: comme il ne s’échappe aucun gaz de l’ostiole avant la projection, il n’y a pas d’odeur émanant de la glande pouvant prévenir un nez avisé qu’une attaque est imminente. La gouttelette mettra quelques minutes tout au plus avant de s’évaporer et laisse souvent une tache là où elle a été déposée. Le réservoir de la glande contient environ cinq gouttelettes et le remplissage complet de ce dernier requiert de 24 à 36 heures même si, dans les faits, il est rarement épuisé in vivo. Il faut souligner que les sécrétions sont toxiques et nécessitent donc des individus qu’ils se protègent d’eux-mêmes: A. eurinus a donc développé un mécanisme de formation de couches de cuticule supplémentaires autour des glandes pour contenir les débordements possibles (Aldrich et al., 1972). Cette adaptation leur confère ainsi une résistance à certaines plantes considérées toxiques pour les insectes, comme celles du genre Desmodium, mais dont les Alydidae se nourrissent allègrement en dépit du fait que ces végétaux sont utilisés dans certaines techniques de répulsion en agriculture.

    Figure 6: Vue latérale d’un spécimen d’Alydus eurinus

    Un comportement singulier de nettoyages successifs chez la larve suite à une émanation pourrait s’expliquer pour les mêmes raisons d’auto-protection et, fait notable, est unique à l’espèce (Aldrich et al., 1972)!

    Si dans certains cas, les fluides émis pas les glandes odorifères peuvent également servir de phéromones d’attraction chez les femelles pour affrioler les mâles de leur propre espèce (une espèce proche comme A. pilosulus n’en ressentira aucunement les effets) (Aldrich et al., 2000), elles peuvent aussi agir comme phéromones d’alarme. Sur le terrain, il fut constaté que des regroupements d’alydidae, à la suite d’une expulsion de fluide glandulaire, pouvaient se mettre à fuir, voler et se laisser tomber au sol dans un tumulte général (Oetting et Yonke, 1978), à l’image du lapin d’Alice qui courait dans tous les sens en lui tambourinant son retard avec son horloge…

    Nous nous rappelons tous de la fin de cette histoire d’ailleurs: «Alice, réveille-toi Alice, tu étais dans un rêve!». 

    Alydus, elle, est dans un monde parfois brutal mais tout aussi merveilleux, et dont on ne se réveille heureusement jamais, puisqu’il est là, bien ancré et réel, sous nos pieds.

    Galerie et informations supplémentaires

    Quelques autres photographies que nous avons considérées dignes d’intérêt sont présentées dans cette section et l’une d’entre elles démontre également que notre Alydus n’a pas toujours eu la vie (et la mort!) facile. En effet, il n’est pas toujours évident d’être entomologiste en herbe! Saurez-vous remarquer les structures manquantes?

    Pour voir Alydus eurinus dans son environnement naturel, cliquez ici.

    Numéro de spécimen QMOR43,671 de la Collection Ouellet-Robert.

    Pour en savoir davantage sur les Alydidae, n’hésitez pas à aller visiter ce site.

    RÉFÉRENCES BIBLIOGRAPHIQUES

    ** Avec l’aimable contribution de Colin Favret, professeur d’entomologie au Département de sciences biologiques de l’Université de Montréal et directeur de la Collection Entomologique Ouellet-Robert.

  • Anoplius tenebrosus (Cresson 1865)

    Un travail par Elisabeth GUILLET-BEAULIEU et Lydia MAJOR

    Texte CC BY-SA 2018, par les auteures.

    Photographies prises par Elisabeth Guillet-Beaulieu ©2018 CC BY-SA 4.0

    Photo 1. Spécimen capturé à l’aide d’un filet fauchoir le 6 septembre 2018 à la Station de Biologie des Laurentides, Québec, Canada.

    Anoplius tenebrosus

    Ordre: Hymenoptera

    Super-famille: Vespoidea

    Famille: Pompilidae

    Sous-famille: Pompilinae

    Genre: Anoplius

    __________________________________________________________

    Identification/morphologie:

         Ce spécimen peut être identifié comme étant de l’ordre des Hymenoptera, en raison de ses 4 ailes membraneuses, de ses pièces buccales de type broyeur-lécheur (A), de son cou mince et mobile et de son métathorax court. (1)

         Il a par la suite été possible de déterminer que le spécimen capturé peut être aussi classé dans la super-famille des Vespoidea. Les Vespoidea sont caractérisés par des ailes antérieures longues, pouvant atteindre ou dépasser l’apex ou l’abdomen. Ils possèdent aussi un gastre (B), des antennes pourvues de moins de 16 articles et les ailes postérieures ont au moins une cellule fermée (C). De plus, leur ovipositeur est généralement très réduit et donc difficilement observable.

        De plus, le spécimen s’avère être aussi un représentant de la famille des Pompilidae. Ces derniers sont caractérisés par des ailes postérieures possédant un lobe anal (D) et des cellules fermées, d’une cellule discoïdale (E) plus courte que la cellule sub-médiane (F) sur les ailes antérieures et des antennes de 12 articles chez la femelle (sexe du spécimen décrit). De plus, les coxas des Pompilidae sont larges et longs (G).

          En ce qui concerne la sous-famille, le spécimen appartient aux Pompilinae. Les Pompilinae possèdent des métasomes assemblés sans séparations véritablement distinctes (H), leurs métatibias sont dépourvus de dents, il y a présence d’une dépression prononcée de la veine Cu-1 sur les ailes antérieures (I) et le labrum des Pompilinae est caché dans le clypeus.

           Le genre Anoplius est reconnaissable par plusieurs attributs. Les Anoplius possèdent des pattes dites “épineuses” (J), la veine cu-a des ailes postérieures est dans un angle particulier (K), on retrouve une absence de pubescence sur le corps, le tergite apical est très fortement hérissé et la rangée d’épines retrouvée sur chaque tarse forme une ligne médiane.

         Enfin, les caractéristiques ayant permis d’identifier le spécimen comme étant Anoplius tenebrosus étaient discrètes et difficiles à repérer. Premièrement, les épines du peigne tarsal ne sont peu ou pas plus longues que la largeur du tarse et le basitarse possède toujours 3 “peignes-épines”. De plus, le plat subgénital est totalement plat et derrière convergent légèrement les 2 carinae du disque. L’apex est arrondi de manière égale (L) et le digiti est arrondi apicalement.

    Photo 2: Vue ventrale

    Photo 3: Vue dorsale, tête orientée vers le sud

    Photo 4: Vue dorsale, tête orientée vers le nord, permettant une meilleure observation des ailes postérieures et de leurs nervures

    L’identification de cette espèce s’est révélée ardue. En raison de plusieurs traits, très variés, certains observables uniquement au microscope, et de multiples exceptions existant au sein de ces taxons, il est nécessaire d’avoir recours à des outils spécialisés et à une grande patience afin de parvenir à identifier à l’espèce un spécimen de Pompilidae.

    Famille des Pompilidae:

            Les Pompilidae, une famille de l’ordre des hyménoptères et du sous-ordre des Apocrita, sont des guêpes arborant généralement des couleurs sombres, le corps étant typiquement noir et les ailes, brunes ou jaunâtres. Il est assez rare de retrouver des individus aux couleurs moins ternes, mais il existe cependant quelques espèces aux couleurs vives. Les Pompilidae sont asociaux, vivent de manière solitaire et ne rencontrent d’autres représentants de leur espèce que pour s’accoupler. Il existe plus de 5000 espèces de Pompilidae dans le monde, réparties sur tous les continents, mais on n’en retrouve qu’environ 300 en Amérique du Nord. Les Pompilidae possèdent deux paires d’ailes maintenues ensemble par des crochets, donnant l’impression d’en avoir qu’une seule paire. Les Pompilidae sont difficiles à identifier et il est nécessaire de recourir à des clés et autres outils d’identification spécialisés pour y procéder.

        –Chasseuses d’araignées

             Les femelles pompiles, lors de la période de reproduction, vont procéder à une chasse vicieuse d’araignées en tous genres. Qu’elles soient errantes, terricoles, à terrier ou à toile, les pompiles ont développé maintes spécialisations selon leurs proies de choix. Une fois sa cible repérée, la femelle pompile s’y attaque et la pique de son dard. (5) Le venin paralyse sa proie, qui sera destinée à accueillir l’œuf de la pompile. Afin de s’assurer de ne pas perdre sa proie après la capture, la pompile va procéder à l’excision des pattes de sa victime de sorte que cette dernière ne puisse fuir une fois capturée. Cette dernière transporte l’araignée tout juste attrapée soit en la traînant au sol, soit en vol par bonds successifs, jusqu’à son terrier. (6)

            Le terrier en question constitue soit d’un ancien terrier abandonné par une autre espèce (ex: ver, petit rongeur, etc.) ou d’un trou creusé par la femelle elle-même ou par une autre femelle pompile. Elle y rangera l’araignée paralysée avant de pondre son œuf sur celle-ci et finira en rebouchant le terrier, gardant ainsi l’araignée à l’abris de la pourriture ou d’éventuels prédateurs.

            En plus des aléas de la chasse s’ajoute comme défi le risque chapardage par d’autres pompiles. Il en existe 4 catégories. La première est le chapardage simple. Dans ce cas-ci, un pompile va simplement voler la proie d’un autre pompile alors que ce dernier la transporte ou la dépose lors de la construction du terrier. Vient ensuite le “cambriolage”. Dans ce scénario, le pompile déterre une araignée enterrée dans le terrier d’un autre pompile, détruit l’œuf déposé et s’empare de l’araignée pour son propre terrier. D’autres vont procéder à du cleptoparasitisme. La femelle va déterrer la proie d’une autre, détruire son œuf, y déposer le sien, puis enterrer de nouveau l’araignée, ni vu ni connu. Ces espèces ont perdu leurs capacités de prédation et de nidification. Enfin, on retrouve des cas de parasitisme. Dans ces cas-ci, la femelle va entrer en combat avec une araignée et pondre son œuf en son sein, pour ensuite se retirer du combat. L’araignée, si prédatée par une autre femelle pompile, se retrouvera éventuellement dans un terrier où la larve parasite va tuer la larve de la chasseuse, celle-ci prenant plus de temps à éclore. (5)

    Genre Anoplius:

       Les espèce du genre Anoplius sont des hyménoptères au métathorax strié transversalement et à l’abdomen entièrement noir ou bleu. Il s’agit, en Amérique du Nord, d’un genre très large et à l’identification complexe, que l’on retrouve dans une grande variétés d’habitats (ex: forêts tempérées, milieux humides, régions sablonneuse, etc.). Plusieurs sous-genres ont été créés au cours de l’étude des Anoplius, certains ayant cependant été discrédités plus tard, car invalides. Les caractéristiques typiques des représentant de ce genre varient énormément et entraînent une difficulté de reconnaissance importante. (4)

         Par exemple, la taille moyenne des Anoplius varie sur une fourche de 3 à 30 mm de long. Les mandibules sont généralement ferrugineuses et apicales. La pubescence et la pilosité varient beaucoup d’une espèce à l’autre, quoique les les femelles sont sétoses ventralement au-delà du sternite apical. Les mandibules des femelles sont habituellement bidentées, avec quelques espèces unidentées, et les mâles ont habituellement des mandibules unidentées, avec quelques espèces aux mâles bidentés. L’espace malaire et le pronotum sont généralement très courts et un postnotum à la largeur variable. Les contours du  propodeum peuvent être égaux ou protubérants postéro-latéralement. Le lobe anal de l’aile postérieure est habituellement petit, au plus équivalent en taille à la moitié de la cellule sub-médiane. (4)

    Espèce A. tenebrosus:

         Cette espèce émerge en mi-été. C’est l’une des plus commune parmi les Pompilidae au Canada. Les femelles vivent jusqu’en automne pour ensuite hiberner jusqu’au retour du printemps, alors que les mâles meurent après seulement quelques semaines, pendant lesquelles ils chassent et se reproduisent. Les mâles ne sont présents qu’entre les mois de juin et septembre-inclus. Anoplius tenebrosus vit dans des milieux sablonneux en lisière des forêts. Cette espèce se nourrit de plus de 25 espèces différentes d’araignées appartenant à 7 familles différentes. Leurs proies principales sont des Lycosidae, plus spécialement Trochosa terricola. Une seule araignée est généralement nécessaire pour le développement de la larve. (2)

         Le transport de la proie capturée par la femelle A. tenebrosus s’effectue en deux étapes. Premièrement, alors que la femelle se dirige vers son terrier, elle trainera sa proie par derrière en utilisant la base de ses pattes postérieures et ses mandibules. Pour déposer l’araignée au sein du terrier, la femelle y entre tête première, puis pivotent au sein du terrier et en ressortent tête première. Elle attrape ensuite par la base du coxa, le pédipalpe ou de la partie distale d’une des pattes et la tire dans le terrier.

         Les femelles hibernent dans leur terrier. Celui-ci a un angle d’environ 70 à 90 degrés par rapport au sol, le diamètre moyen de son entrée est de 5.6 mm et la profondeur moyenne est de 3.8 cm. La construction de leur nid prend approximativement 36 minutes dépendemment de la composition du sol, de l’humidité, de la température ambiante, de la grosseur de la proie et de l’âge de l’individu. Il a été observé que la fabrication de nid n’est effectuée que lorsque la température ambiante se situe entre 15 et 32 32 degrés Celsius. La femelle va ensuite fermer l’entrée du nid après avoir pondu un oeuf sur sa proie et l’avoir emmenée à l’intérieur (2). Le venin fait effet environ quatre heure (3).

    Voici une vidéo A. tenebrosus:

       Elle pond en moyenne 7 oeufs pendant la période de reproduction, lesquels auront une taille d’environ 1.0 à 2.4 mm et ils seront placés de façon oblique sur l’abdomen de l’araignée. À une température ambiante de 21° à 26° celsius, les oeufs vont éclore entre 2 et 3 jours après la ponte. Le développement de la larve et de la nymphe est d’une trentaine de jours chez les mâles et serait plus long chez les femelles (2).

         Les femelles A. tenebrosus peuvent être attaquées par quelques espèces de Cicindèles: Cicindelis scutellaris lecontei, C. repanda et C. formosa generosa. Cependant, les attaques portées contre les A. tenebrosus sont souvent vouées à l’échec vu l’agressivité et la combativité de ces derniers, c’est pourquoi ils vont plutôt s’en prendre à la proie capturée et transportée par les femelles A. tenebrosus. En menant leur attaque, ils peuvent parfois parvenir à tuer ou à gravement blesser l’araignée paralysée par A. tenebrosus, la rendant ainsi inutilisable comme approvisionnement pour le nid de la femelle. Celle-ci va donc abandonner sa proie et devoir partir à la recherche d’une nouvelle, sans oublier, cependant, de s’en nourrir. (2)

          Lorsque vient le commencement de l’automne, plutôt que de chasser, A. anoplius va plutôt se nourrir du nectar de fleurs du genre Solidago, un genre appartenant à la famille des Astraceae. Cette alimentation persiste jusqu’à la fin de la floraison de ces fleurs, soit jusqu’au mois d’octobre.

    Références

    1. le Compte AL. Histoire naturelle des insectes, hyménoptères. volume 3. Paris. 1945. p. 442

           2. Alm SR, Kurczewski FE. 1984. Ethology of Anoplius tenebrosus (Cresson) (Hymenoptera: Pompilidae). Proceedings of the Entomological Society of Washignton, 86(1): 110-119

           3. Kurczewski FE, Kurczewski EJ. 1973. Host Records for Some North American Pompilidae (Hymenoptera). Third Supplement. Tribe Pompilini. Journal of the Kansas Entomological Society, 46(1): 65-81.

           4. Evans HE. A Taxonomic Study of the Nearctic Spider Wasps Belonging to the Tribe Pompilini (Hymenoptera: Pompilidae). Part II: Genus Anoplius Dufour. Transactions of the American Entomological Society (1890-). volume 76. numéro 4. 1950. 

           5. Chevin H. 2005. Les Pompilidae, de rusés chasseurs d’araignées. L’Argiope, 48: 9-19.

           6. Kurczewski FE, Kurczewski EJ. 1968. Host Records for Some North American Pompilidae (Hymenoptera) with a Discussion of Factors in Prey Selection, Journal of the Kansas Entomological Society,  41(1): 1-33.

  • Bolitotherus cornutus (Panzer 1794)

    Par Philippe HÉNAULT et Alexandre HUOT

    Texte et figures (sauf si indiqué) CC BY-SA 2018, par les auteurs.

    Élytres bruns et bossus qui se fondent bien au travers du bois et de la terre, tendance à faire le mort lorsqu’il se sent menacé… On peut dire que le ténébrion cornu, ou Bolitotherus cornutus, sait se faire discret, et il est très facile de le confondre pour un simple caillou lorsqu’il ne désire pas être vu (comme on peut le voir dans les premières secondes de ce vidéo ). C’était d’ailleurs le cas de notre individu, qui n’était définitivement pas à la vue de tous, mais plutôt installé à l’intérieur même d’un bout de bois mort, sans doute en train d’y manger des champignons.

    Classification

    Ordre : Coleoptera

    Sous-ordre : Polyphaga

    Famille : Tenebrionidae

    Sous-famille : Bolitophaginae

    Tribu : Bolitophagini

    Genre : Bolitotherus

    Espèce : Bolitotherus cornutus (Panzer, 1794)

    Identification

    L’identification d’insectes peut s’avérer plutôt ardue, puisqu’il faut utiliser de nombreuses clés d’identifications et regarder des caractères qui sont parfois microscopiques. Heureusement pour nous, Bolitotherus cornutus a une apparence assez caractéristique qui est difficilement oubliée, et nous avions donc une bonne idée de l’espèce dont il s’agissait avant même de commencer l’identification. Malgré tout, nous nous sommes prêtés à l’exercice des clés d’identification afin de connaître les traits, hormis sa forme, qui nous permettait de bien reconnaître cette espèce.

    Figure 1: Vue dorsale de B. cornutus, E : Élytres

    Tout d’abord, l’ordre de l’insecte a facilement été établi par son apparence générale, la partie dure ressemblant à une carapace étant en fait ses élytres (figure 1), caractère propre aux coléoptères. Il a ensuite été possible de déterminer qu’il appartenait au sous-ordre des Polyphaga. La différence entre les Polyphaga et les Adephaga (l’autre grand sous-ordre de coléoptères) réside au niveau des coxas postérieurs et de ce que l’on appelle les sternites, les segments de l’abdomen. Chez les Adephaga, les coxas sont fusionnés aux premiers sternites et les divisent alors que chez les Polyphaga, les coxas sont plutôt situés sur l’épiméron et ne divisent pas le premier sternite (figure 2).

    Figure 2: Vue ventrale de B. cornutus, E: Épiméron; S: Premier sternite visible; C: Coxa; M: Membrane sur la marge des sternites 3 et 4

    La famille de l’insecte a ensuite été déterminée grâce à une clé d’identification (Choate, 2003) qui nous a menés à la famille des ténébrions (Tenebrionidae). Les traits distinctifs de la clé nous ayant permis d’éliminer les autres familles de Polyphaga sont les élytres couvrant l’abdomen, les tarsomères en formules 5-5-4 (figure 3) (trait qui aura également été utile pour l’identification à la famille, puisqu’il existe des sous-familles de Tenebrionidae qui ont une formule 4-4-4) et les cavités coxales antérieures fermées. Toutefois, les traits les plus importants et distinctifs des ténébrions sont les antennes insérées sous les yeux, de façon à ce que leur insertion ne soit pas visible lorsque l’on voit l’insecte de haut, ainsi que la crête qui sépare une partie des yeux en deux. (figure 4)

    Figure 3: Pattes postérieures et médianes de B. cornutus, T : Tibia; 4: 4 tarsomères sur la patte antérieure; 5: 5 tarsomères sur la patte médiane; G : griffe simple

    Figure 4: Tête de B. cornutus, C: Crête séparant l’oeil; I: Insertion de l’antenne sous la tête

    Les Tenebrionidae contiennent toutefois plusieurs sous-familles différentes, et il convient donc d’utiliser une nouvelle clé (Choate et al., 2005), plus spécifique, afin de pouvoir identifier notre espèce. Cette nouvelle clé nous a amenés à la sous-famille Bolitophaginae, dans la tribu des Bolitophagini. Les caractéristiques principales de ce groupe sont la présence de griffes simples (figure 4), le tibia des pattes antérieures qui n’est pas denté,  le dernier segment de l’antenne qui n’est pas significativement plus long que les autres (figure 5), la membrane visible sur la marge des troisième et quatrième sternites (figure 2) et les « joues » (genae) de l’insecte qui sont dentées (figure 3).

    Finalement, il ne reste qu’à faire la distinction entre deux espèces, Bolitotherus cornutus et Bolitotherus corticola. La différence se fait au niveau des antennomères (Choate et al., 2005). Ceux-ci nous ont permis d’identifier avec précision Bolitotherus Cornutus, puisque les antennes étaient composées de dix segments et que le troisième était allongé (figures 5 et 6). Malheureusement, les antennes de notre spécimen étaient tombées, mais il nous a tout de même été possible de compter les dix segments, même s’ils étaient séparés.

    Figure 5: Vue avant de B. cornutus, 3: Troisième antennomère allongé

    Figure 6: Antennomères tombés du spécimen de B. cornutus

    Biologie

    Comportement, alimentation et reproduction

    Le ténébrion cornu (Bolitotherus cornutus), vit toute sa vie sur ou près des champignons dit «polypores», qui poussent sur les arbres, ce qui lui donne son nom commun en anglais de «forked fungus beetle» (Liles, 1956). Il se nourrit de la chair du sporophore du champignon hôte tout au long de sa vie (Pace, 1967). Parmi ses hôtes réguliers se retrouvent notamment les champignons Ganodermas applanatum et Ganodermas tsugae, mais il se retrouve sur et se nourrit d’autres espèces de «polypores» (Heatwole, H. & Heatwole, A. , 1968). Il se déplace peu et reste près de l’arbre où poussent les champignons, le vol a cependant été observé en laboratoire (Teichert, 1999). Le Bolitotherus cornutus (Panzer) est nocturne, et peut se cacher dans l’arbre hôte du champignon durant le jour (Liles, 1956), ce qui explique l’emplacement de notre spécimen, qui a été trouvé enfoui dans un arbre mort de la Station de Biologie des Laurentides.

    Les combats entre mâles arrivent de façon fréquente. Les mâles peuvent être territoriaux et peuvent se battre pour une ressource commune (Pace, 1967). Cependant, les combats surviennent très souvent lors de l’accouplement et des rituels qui précèdent l’accouplement (Pace, 1967). Les adultes ont en effet un rituel pré-accouplement particulier dans lequel le mâle, placé sur le dos de la femelle, place sa tête vers l’abdomen de la femelle de façon à ce que son abdomen soit vis-à-vis le thorax de celle-ci. Il frotte alors son abdomen contre le thorax de la femelle, ce qui produit un son (Liles, 1956). Si la femelle est réceptive au rituel, le mâle peut ensuite s’accoupler avec elle. Durant le rituel, un autre mâle peut tenter de déloger le mâle en rituel à l’aide de ces paires de cornes. Le mâle qui s’agrippe à la femelle doit donc résister, et la force avec laquelle il tiendra la femelle sera un facteur , et est corrélée avec la taille des pattes et de la taille du mâle qui se défend (Benowitz & al., 2012). La taille des cornes est donc un caractère de sélection sexuelle, puisque celles-ci permettent de mieux déloger les mâles rivaux des femelles (Conner, 1988). Voici un vidéo d’un combat lors d’un rituel précédant un accouplement.

    Lorsqu’il se sent attaqué, le ténébrion cornu utilise la technique de beaucoup d’autres ténébrions, soit celle de faire le mort (Liles, 1956). Il peut également émettre une substance au goût et à l’odeur désagréable à partir de ces glandes abdominales (Pace, 1967).

    Cycle de vie

    Les oeufs sont pondus sur la surface du champignon hôte, souvent en 2 vagues distinctes, une au printemps et une au début de l’automne, dépendant du stade dans lequel émerge le coléoptère à la suite de son hivernation. Les larves et les adultes peuvent hiverner, en continuant le cycle de vie une fois que la température redevient plus clémente (Liles, 1956). Lorsque les oeufs sont pondus, ils sont enduits d’une substance foncée par la femelle, qui durcira par la suite. Cinq jours après l’éclosion des oeufs, qui se passe entre 11 et 26 jours après la ponte, la larve creuse des tunnels dans le champignon hôte et s’en nourrit, elle passe ensuite par 4 à 5 stades larvaires (Liles, 1956). La larve est blanche et segmentée, et a des protubérances sclérifiées en forme de cône sur les mandibules, qui ressortent vers l’avant de sa tête globulaire et plus foncé que le corps (Peterson, 1951). La nymphose se passe dans une chambre à l’intérieur du champignon, où la nymphe est plutôt active (Liles, 1956). Les nymphes mâles et femelles sont distinguables l’une de l’autre puisqu’elles portent les mêmes caractéristiques au niveau de la tête que les adultes, les cornes des mâles et les protubérances de la femelle au niveau de la tête sont donc visibles. Ce stade dure entre 5 et 22 jours. L’adulte émerge par la suite du champignon (Liles, 1956). Voici un vidéo de la nymphe très active du ténébrion cornu.

    Références

    Benowitz, K. M., Brodie III, E. D., & Vincent A. Formica. (2012). Morphological Correlates of a Combat Performance Trait in the Forked Fungus Beetle, Bolitherus cornutus. PLoS ONE, 7(8), e42738. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0042738

    Choate, P.M, Dunford, J.C., Thomas, M.C. (2005). The Darkling Beetles of Florida and Eastern United States. Visionné à l’adresse suivante : https://entnemdept.ifas.ufl.edu/teneb/identification.htm

    Choate, P. M. (2003). Introduction to the Identification of Beetles (Coleoptera). Visionné à l’adresse suivante : http://www.entnemdept.ufl.edu/choate/beetles1a.pdf

    Conner, J. (1988). Field Measurements of Natural and Sexual Selection in the Fungus Beetle, Bolitotherus cornutus. Evolution, 42(4), 736‑749. https://doi.org/10.1111/j.1558-5646.1988.tb02492.x

    Heatwole, H., & Heatwole, A. (1968). Movements, Host-Fungus Preferences, and Longevity of Bolitotherus cornutus (Coleoptera: Tenebrionidae). Annals of the Entomological Society of America, 61(1), 18‑23. https://doi.org/doi:10.1093/aesa/61.1.18

    Liles, M. P. (1956). A Study of the Life History of the Forked Fungus Beetle, Bolitotherus Cornutus (Panzer) (Coleoptera; Tenebrionidae). Ohio Journal of Science, 56(6), 329‑337. https://kb.osu.edu/bitstream/handle/1811/4397/1/V56N06_329.pdf

    Pace, A. E. (1967). Life History and Behavior of a Fungus Beetle Bolitotherus Cornutus (Tenebrionidae). Occasional Papers of the Museum of Zoology, (653), 1‑15. http://hdl.handle.net/2027.42/57089

    Peterson, A. (1957). Larvae of Insects, An Introduction to Nearctic Species Part II: Coleoptera, Diptera, Neuroptera, Siphonaptera, Mecoptera, Trichoptera (3rd éd.). Ann Harbor, Michigan: Edward Brothers Inc.

  • Creophilus maxillosus (Linnaeus 1758)

    Creophilus maxillosus (Linnaeus 1758)

    Par Alexanne LUPIEN et Lilian ANDRAUD

    Texte et figures (sauf si indiqué) CC BY-SA 2018, par les auteurs.

    Classification

    Classe (2, verticale), Ordre (4, verticale), Sous-ordre (3, verticale),
    Super-famille (5, horizontale), Famille (5, verticale), Genre (1, verticale),
    Espèce (6, horizontale).

    Les Coléoptères, jugés comme l’ordre le plus diversifié des insectes en nombre d’espèces connues, on en compte environ 350,000 à ce jour, sont dotés d’une carapace qui recouvre leur abdomen. Caractéristique de l’ordre, il s’agit  de leur paire d’ailes antérieures épaissies, modifiée en élytres. Cette armure coriace recouvre leur paire d’ailes postérieures toutes repliées ; ainsi lorsqu’ils s’apprêtent à s’élancer, ils ouvrent leurs élytres et déploient leurs ailes postérieures pour ensuite prendre leur envol.
    On trouve des coléoptères partout! Ils sont dispersés selon leurs types d’alimentation très diversifiés et leurs adaptations aux différents milieux. Parmi les plus commun, on retrouve entre autres les coccinelles, les hannetons, les scarabées et les charançons. Certains coléoptères ont la particularité d’avoir de courts élytres laissant paraître plus de la moitié de l’abdomen; c’est la cas des méloïdés et des staphylins, en outre : Creophilus maxillosus.

    Photo 1. Vue latérale du spécimen Creophilus maxillosus, photo prise par Lilian Andraud.

    Creophilus maxillosus se distingue par de nombreux caractères. En effet, le nombre de segments de l’abdomen est de 6 et les segments décroissent en partant du thorax.

    Schéma 1. Observation des 6 segments de l’abdomen de Creophilus maxillosus, créée par Lilian Andraud.

    De plus, fidèle à son nom commun  « hairy rove beetle », Creophilus maxillosus porte une importante pubescence sur tout son abdomen, plus particulièrement du poils de couleur jaune est présent, sauf exception, sur les deuxième et troisième segments de l’abdomen. La connexion directe entre le coxa et le pronotum,  et le fait que le coxa soit de même longueur que le fémur permettent aussi de différencier Creophilus maxillosus des autres coléoptères, en le positionnant dans la sous-famille des Staphylininae.

    Photo 2. Observation du pronotum et des poils de couleur jaune sur Creophilus maxillosus, photo prise par Lilian Andraud.

    D’autre part, parmi les espèces de coléoptères faisant parties de la sous-tribu Staphilininia, Creophilus maxillosus est facilement distinguable grâce à son pronotum caractéristique. En effet, ce dernier est en forme de demi-cercle relativement large au niveau de la tête. Il est lisse, brillant et du poils de couleur jaune clair ornent subtilement son contour. Creophilus maxillosus possède un cou bien défini et ses antennes insérées devant les yeux comportent 11 antennomères au total.

    Schéma 2. Observation des 11 antennomères de Creophilus maxillosus, créée par Lilian Andraud.

    Le Saviez-vous ? Ces coléoptères ont été utilisés pour réduire les populations de mouches nuisibles par la prédation et la compétition pour les ressources. Ainsi en tant qu’agent de lutte biologique, cela profite à l’industrie d’élevage en améliorant l’assainissement, et par conséquent, en contribuant aussi à réduire la propagation d’agents pathogènes transmis par les mouches (Pfeiffer et Axtell, 1980).

    Creophilus maxillosus, présent majoritairement dans l’hémisphère nord, est en outre l’une des espèces de coléoptères les plus grandes et les plus distinctes que l’on trouve en Amérique du Nord. Depuis peu, certains individus ont été observés jusqu’en Amérique du Sud, notamment au Pérou. En réalité, deux principales régions biogéographiques sont affectées par la présence de Creophilus maxillosus: la région Néarctique, c’est-à-dire principalement aux Etats-Unis allant jusqu’en Alaska et passant aussi par l’Ontario et le Québec; et la région Paléarctique, où l’Europe reste la principale demeure (Brunke et al., 2011; Smetana et Davies, 2000). Ces régions sont composées de différents habitats, c’est pourquoi cette espèce de Staphilinidea en affectionne plusieurs.

    Schéma 3. Carte de répartition de Creophilus maxillosus, créée par Lilian Andraud.

    Creophilus maxillosus est surtout retrouvé dans les terrains ouverts, les forêts, les zones côtières et de plus en plus sur les terrains résidentiels (Evans, 2014). Plus précisément, pour en observer il faut chercher sous les roches, dans les litières, sous l’écorce des arbres, dans les fruits et légumes pourris et spécialement dans les animaux morts et en décomposition.

    Le Saviez-vous ? Des infestations accidentelles de Creophilus maxillosus dans les ménages urbains ont fait d’eux des cibles occasionnelles pour la lutte parasitaire.

    Le cycle de vie de Creophilus maxillosus prend 37 jours pour s’accomplir et se divise en quatre stades: l’oeuf, la larve, la nymphe et l’adulte.

    Oeuf

    Ils sont généralement pondus sur les carcasses, pour leur permettre de se nourrir une fois au stade suivant. De couleur blanche et laiteuse, ils mesurent environ 2 à 3mm de long. L’éclosion prend habituellement 3 jours, dépendemment de la température ambiante (Kramer, 1955).

    Larve

    Comme la plupart des coléoptères, Creophilus maxillosus passe par trois stades larvaires qui durent environ 14 jours au total. La longueur du corps du premier stade est de 6 à 9mm, celle du deuxième stade est de 10 à 15mm et enfin celle du dernier stade larvaire est de 15 à 25mm (Fratczak et Matuszewski, 2014). Les larves sont de couleur brune à noire avec un corps cylindrique. De plus, comme la plupart des Staphylinidae, les larves sont prédatrices et mobiles, elles possèdent donc des pattes bien développées leur permettant de marcher pour chasser.

    Nymphe

    Ce stade dure 16 jours.

    Adulte

    La longueur de Creophilus maxillosus peut varier entre 12 et 23mm. À ce stade, il possède une forte paire de mandibules qu’il utilise pour se nourrir de larves. Bien qu’il soit aplati dorso-ventralement, son abdomen est très musclé et flexible, ce qui est utile pour adopter rapidement une position défensive, soit un repliement complet du corps en boule. Une femelle Creophilus maxillosus bien nourrie et en santé peut pondre jusqu’à huit oeufs par jour, c’est-à-dire jusqu’à 500 oeufs au cours de sa vie (Greene 1996).

    Pour ce qui est de l’aspect défensif, Creophilus maxillosus, au stade adulte, a deux sacs cuticulaires situés sous le septième segment abdominal. Ils leur permettent de sécréter un liquide chimique défensif pour faire face aux menaces. Ainsi lorsqu’il est dérangé, particulièrement par des fourmis ou par de grands prédateurs, Creophilus maxillosus sécrète un liquide toxique, qu’il dépose sur la menace en recourbant son abdomen (Jefson et al., 1983). Il utilise aussi parfois ses puissantes mandibules pour attaquer.

    Le Saviez-vous ? L’intérêt de Creophilus maxillosus pour la charogne a permis le développement d’une nouvelle méthode pour déterminer l’intervalle post-mortem. En évaluant le niveau de développement de Staphylinidae présents sur un cadavre, il est possible d’estimer le moment de la mort grâce aux connaissances en lien avec leur cycle de vie (Matuszewski, 2012).  Bien sûr, cette technique n’est pas totalement fiable, puisque de nombreux paramètres peuvent fausser les résultats, comme la température ou le taux d’humidité, qui influencent la présence ou non de l’insecte.

    Références :

    • Brunke A, Newton A, Klimaszewski J, Majka C, Marshall S. 2011. Staphylinidae of eastern Canada and adjacent United States. Key to subfamilies: Staphylininae: tribes and subtribes, and species of Staphylinina. Canadian Journal of Arthropod Identification 12. doi: 10.3752/cjai.2011.12
    • Evans AV. 2014. Beetles of Eastern North America. Princeton: Princeton University Press.
    • Frątczak K, Matuszewski S. 2014. Instar determination in forensically useful beetles Necrodes littoralis(Silphidae) and Creophilus maxillosus (Staphylinidae). Forensic Science International 241: 20-26. doi: 10.1016/j.forsciint.2014.04.026
    • Greene GL. 1996. Rearing techniques for Creophilus maxillosus (Coleoptera: Staphylinidae), a predator of fly larvae in cattle feedlots. Journal of Economic Entomology 89(4): 848-851. doi: 10.1093/jee/89.4.848
    • Jefson M, Meinwald J, Nowicki S, Hicks K, Eisner T. 1983. Chemical defense of a rove beetle (Creophilus maxillosus). Journal of Chemical Ecology 9: 159-180. doi: 10.1007/BF00987779
    • Kramer S. 1955. Notes and observations on the biology and rearing of Creophilus maxillosus L. (Coleoptera, Staphylinidae). Annals of the Entomological Society of America 48: 375-380. doi: 10.1093/aesa/48.5.375
    • Matuszewski S. 2012. Estimating the preappearance interval from temperature in Creophilus maxillosus L. (Coleoptera: Staphylinidae). Journal of Forensic Sciences 57: 136-145. doi: 10.1111/j.1556-4029.2011.01958.x
    • Pfeiffer DG, Axtell RC. 1980. Coleoptera of poultry manure in caged-layer houses in North Carolina. Environmental Entomology 9: 21-28. doi: 10.1093/ee/9.1.21
    • Smetana A, Davies A. 2000. Reclassification of the north temperate taxa associated with Staphylinus sensu lato, including comments on relevant subtribes of Staphylinini (Coleoptera: Staphylinidae). American Museum Novitates 3287: 1-88. lien: http://hdl.handle.net/2246/2981

  • Sericomyia militaris (Walker 1849)

    Par Iman SICOT et XueHan QU

    Texte et figures (sauf si indiqué) CC BY-SA 2018, par les auteures.

    Le spécimen a été collecté sur la route vers la Station de biologie des Laurentides dans le région de Saint-Hippolyte, à Québec en Septembre 2018. Toutes les photos prises par Iman Sicot et Xue Han Qu, 2018.

    Sericomyia militaris

    Sous ses faux airs de petite guêpe, se cache en fait un diptère

    Etalant ses ailes postérieures modifiées en balanciers, en haltères

    Regardez de plus près ce qui se décèle sur ses ailes arrondies

    Indicatrice de sa famille, sa nervure vestigiale, vena spuria juste ici (Fig.1) (Skevington et Thompson, 2012) 

    Centrée sur son aile et traversée en son milieu par la veine radiale-médiale (Fig.1)

    O comme je vois son genre dans la nervure de ses ailes et l’étendue de ses qualités faciales

    Méticuleuse qu’est l’analyse quand je remarque ses antennes courtes, son ariste plumeuse et son scutum non marqué (Fig.2 et 3) (Miranda et al., 2013)

    Yeux dans les yeux, je note la nudité et la fusion de ceux-ci, petit triangle ocellaire, trait du mâle repéré (Patil, 2018)

    Intérêt certain ensuite trouvé dans ses ailes à la cellule anale allongée et pointue, et à la 5ème radiale fermée et trapue (Borror et al., 1989)

    Ah la voilà cernée maintenant que se révèle son identité !

    Motif abdominal caractéristique de ton espèce

    Innovant par sa simplicité, sa délicatesse

    Là, voyez-vous, ses paires de bandes jaunes sur fond noir à chacune de ses tergites

    Impeccablement symétriques dont une sur la première section infiniment petite

    Tibia teinté d’un brun-jaune or sur chacune de ses pattes (Fig.2) (Skevington et Thompson, 2012)

    Achève notre quête et nous flatte sous la découverte

    Révélation !

    Inévitablement nous te reconnaissons

    Sericomyia militaris

    Figure 1

    Figure 2

    Figure 3

           Classement

    Embranchement : Arthropoda

    Sous-embranchement : Hexapoda

    Classe : Insecta

    Ordre : Diptera

    Famille : Syrphidae

    Sous-famille : Eristalinae

    Genre : Sericomyia

    Espèce : Sericomyia militaris

      Sericomyia militaris est un membre de la famille des Syrphidés, de l’ordre des Diptères (Diptera), familier au public en tant que mouche. Les Syrphidés occupent un rôle crucial dans les écosystèmes en tant que pollinisateurs. Il est d’ailleurs suggéré que cette famille soit la deuxième en importance après les abeilles. Avec plus de 6200 espèces décrites, Syrphidae représente une large famille séparée en 3 sous-familles, dont les Syrphinae incluant Sericomyia militaris. Connues pour leur comportement de butinage autour des fleurs, ces mouches portent les surnoms de « hoverfly » (mouche qui oscille) et « flower fly » (mouche à fleurs) en anglais (Young et al, 2016).

    Peu d’études et de documentations ont été effectuées sur Sericomyia militaris. On retrouve une variété phénotypique relativement grande à l’intérieur même de l’espèce, particulièrement en ce qui concerne les couleurs et les motifs de son corps. Or, le modèle génétique démontre très peu de variations et les pièces génitales restent identiques, entre autre (Skevington et Thompson, 2012).  

        Histoire de vie

       Malgré l’absence des yeux et des pattes, la larve des Syrphinés (Syrphinae) est une prédatrice à craindre pour plusieurs. Ses proies sont composées d’une variété d’arthropodes à corps mou, dont les pucerons et les thirps.  (Young et al, 2016). Ce mode d’alimentation rend ces dernières d’importants agents dans la lutte biologique contre les pucerons et autres insectes ravageurs.  Après environ une semaine d’alimentation intensive, la larve se pose sur le sol pour se transformer en nymphe (Warner, 1993).

      L’adulte émerge environ deux semaines plus tard. Les adultes sont phytophages, comme le reste des Syphidés. Noirs et jaunes dans la plupart des cas, leur imitation phénotypique des guêpes fait d’eux d’excellents représentants du mimétisme batésien chez les insectes. Or, S. militaris fait partie des rares exceptions non imitatrices (Skevington et Thompson, 2012). L »insecte se nourrit de nectar et de pollen, particulièrement des fleurs locales à grande inflorescence et aux pétales aplatis bien qu’il ne présente aucune préférence particuière pour une plante quelconque (Branquart et Hemptinne, 2000). 

     Suite à l’accouplement, les femelles déposent leurs œufs à la surface des feuilles, souvent près des colonies de pucerons afin d’augmenter les chances de survie des larves suite à l’éclosion. Le cycle de vie contient 4 étapes (œuf, larve, nymphe et adulte) et se poursuit pendant environ un mois, avec une durée de vie plus longue en été et plus courte en hiver (Warner, 1993).

        Répartition géographique (Amérique du Nord)

    Figure 5. Distribution de Sericomyia militaris aux États-Unis et au Canada (Skevington et Thompson, 2012)

      Les Syrphidés habitent l’ensemble des continents, à l’exception de l’Antarctique. Leur répartition géographique est représentée sur la carte ci-dessous pour le Canada et les États-Unis (Skevington et Thompson, 2012). On peut noter une grande concentration de l’espèce autour des Grands Lacs et le long du fleuve Saint-Laurent.

    Des  observations récentes (GBIF 2017) montrent une répartition géographique similaire à celle-ci. Cette association aux points d’eaux importants est due à l’humidité du sol, qui joue en effet un grand rôle dans la distribution des différentes communautés de la famille des Syrphidés. Le genre Sericomyia fait partie de celles ayant une forte affinité avec les sols humides (Lucas et al., 2017).

    Références

    Borror, D.J, Triplehorn, C.A. et Johnson, N.F. 1989. An introduction to the study of insects (6e édition, vol 1). Orlando, Florida: Harcourt Brace Jovanovich College Publishers

    Branquart, E. et Hemptinne, J.-L. 2000. Selectivity in the Exploitation of Floral Resources by Hoverflies (Diptera: Syrphinae). Ecography, 23(6), 732‑742. Repéré à https://www.jstor.org/stable/3683515

    GBIF (Global Biodiversity Information Facility). 2017. Sericomyia militaris Walker, 1849. GBIF Backbone Taxonomy. Checklist dataset. Repéré le 31 octobre 2018 à https://www.gbif.org/species/1538790

    Hagerman E. 2018. (University of Maine) prise en octobre 2018. Avec les permissions de l’auteure.

    Lucas, A., Bull, J.C., de Vere, N., Neyland, P.J. et Forman, D.W. 2017. Flower resource and land management drives hoverfly communities and bee abundance in seminatural and agricultural grasslands. Ecology and Evolution, 7(19), 8073‑8086. doi: 10.1002/ece3.3303

    Miranda, G.F.G., A.D. Young , M.M. Locke, S.A. Marshall, J.H. Skevington, F.C. Thompson. 2013. Key to the Genera of Nearctic Syrphidae. Canadian Journal of Arthropod Identification 23. doi: 10.3752/cjai.2013.23

    Patil, K.B. 2018. Undeniably interesting facts about hoverflies.

    Skevington, J.F. et  Thompson, C.F. 2012. Review of New World Sericomyia (Diptera: Syrphidae), including description of a new species. Canadian Entomologist 144(2): 216-247. doi: 10.4039/tce.2012.24

    Thyselius, M., Gonzalez-Bellido, P.T., Wardill, T.J. et Nordström, K. 2018. Visual approach computation in feeding hoverflies. The Journal of Experimental Biology, 221(10). doi: 10.1242/jeb.177162

    Young, A.D., Lemmon, A.R., Skevington, J.H., Mengual, X., Ståhls, G., Reemer, M., Jordaens, K., Kelso, S., Lemmon, E.M., Hauser, M., De Meyer, M. Misof, B., et Wiegmann, B.M. 2016. Anchored enrichment dataset for true flies (order Diptera) reveals insights into the phylogeny of flower flies (family Syrphidae). BMC Evolutionary Biology, 16: 143. doi: 10.1186/s12862-016-0714-0

    Warner, G. 1993. Syrphid flies (hover flies, flower flies). Washington State Fruit Comission. Répéré à Washington State Fruit Comission.

  • Pelegrina flaviceps (Kaston 1973)

    Par Isabelle GAREAU et Jules DUMOTIER

    Texte et figures (sauf si indiqué) CC BY-SA 2018, par les auteurs.

    Classification

    Ordre: Araneae

    Sous-ordre: Araneomorphae

    Famille: Salticidae

    Sous-Famille: Dendryphantines

    Genre: Pelegrina

    Espèce: Pelegrina flaviceps

    Identification et morphologie 

    Évènement de collecte 

    Le spécimen a été collecté, le 6 septembre 2018, sur une plante du fossé bordant le Chemin du Lac Croche menant à la Station de biologie des Laurentides ( 45°98’62 » N -74°00’61 » W) à l’aide d’un filet fauchoir par Isabelle Gareau et Jules Dumotier.

    Famille

    On reconnaît les membres de la famille des Salticidae par leurs chélicères labidognathe (où les crocs sont positionnés perpendiculairement à la ligne médiane de l’individu de façon à ce que les pointes des crocs pointent l’une vers l’autre) et la taille de leurs yeux médians antérieurs qui sont particulièrement plus larges que les autres (Gloor et al. 2010).

    Figure 1. Chélicères labidognathes

    Genre

    L’identification du genre Pelegrina est plutôt difficile sans la dissection du genitalia. On notera tout de même que le tibia 1 est garni de trois paires d’épines et que le rami du genitalia mâle a une forme de « crochet » plutôt reconnaissable (Maddison W.P. 1996).

    Figure 2. Le tibia 1 du spécimen collecté de Pelegrina flaviceps et ses 3 paires d’épines. Photo prise avec un appareil visuel grossissant ZEISS.

    Figure 3. Genitalia mâle type de Pelegrina

    Autrefois placée dans le genre Metaphidippus, cette espèce appartient maintenant au genre Pelegrina. Ce malentendu s’explique par la compréhension encore brumeuse des relations entre les genres de la sous famille des Dendryphantidae. Par contre, il est clair que le genre Metaphidippus, tel qu’il était défini par le passé, est polyphylétique (Maddison, W.P. 1996). Plusieurs groupes furent donc retirés des Metaphidippus parmi lesquels un groupe de 21 espèces sera placé dans le genre Pelegrina, dont Pelegrina flaviceps fait partie (Maddison, W.P. 1996).

    Espèce

    Pelegrina flaviceps a été décrite pour le première fois en 1973 par l’arachnologiste américain B. J. Kaston dans son article intitulé Four New Species of Metaphidippus, with Notes on Related Jumping Spiders (Araneae: Salticidae) from the Eastern and Central United States.

    L’identification de Pelegrina flaviceps fut effectuée à partir deux clefs d’identification des araignées d’Amérique du Nord et du Québec (Ubick & al., 2005; Paquin & Dupérré, 2003). Il est à noter que nous avons eu certaines difficultés avec l’utilisation des clefs où, dans certaines situations, nous semblions être dans une impasse. Afin de nous aider à surpasser cette contrainte, nous avons disséqué le genitalia mâle qui, à première vue, peut sembler similaire à celui de Pelegrina flavipes, mais possède tout de même quelques différences observables (Figure 5 et 6). On notera toutefois que l’individu présent est d’une couleur brunâtre avec des rayures noires et blanches, notamment deux rayures blanches sur les côtés du prosome et une bande blanche au centre de l’opisthosome. Les mâles mesurent en moyenne entre 3,6 et 4,5 mm et les femelles entre 4,0 et 5,7mm (Kaston, 1973). 

    Figure 4. Spécimen de Pelegrina flaviceps (mâle). Photo prise avec un appareil grossissant ZEISS.

    Figure 5. Genitalia mâle de Pelegrina flaviceps. Photo prise avec un appareil grossissant ZEISS.

    Où est Pelegrina flaviceps?

    Les sources concernant la distribution de cette espèce sont actuellement très incomplètes, voire insuffisantes, ce qui ne nous permet pas de délimiter une aire géographique précise de Pelegrina flaviceps. En effet, selon la source étudiée, l’aire de répartition de cet espèce peut varier et ce pour les mêmes années inventoriées.

    Figure 6. Distribution géographique approximative des observations faites de Pelegrina flaviceps selon Prószyński (2016), Maddison (1996) et Kaston (1973). Image éditée par Isabelle Gareau.

    Figure 7. Distribution géographique approximative des observations faites de Pelegrina flaviceps selon le Global Biodiversity Information Facility (2017). Image éditée par Isabelle Gareau.

    Il est certain, selon ces deux cartes, que Pelegrina flaviceps se retrouve dans le sud-est du Canada et dans la partie nord-est des États-Unis, mais davantage de recherches devront être faites afin de confirmer l’étendue de sa distribution. Ces régions correspondraient aux régions écologiques des forêts  septentrionales et des forêts tempérées de l’Est (CCE, 1997).

    Le monde fascinant des Salticidae

    Qui est Pelegrina flaviceps?

    Suite au premier défi que représentait l’identification d’une Salticidae, un deuxième défi nous attendait : trouver les informations concernant le mode de vie, le cycle de vie et l’écologie générale de Pelegrina flaviceps. Malheureusement, après quelques heures de recherche, aucune ressource n’a été trouvé, confirmant une lacune au niveau de la littérature scientifique pour cette espèce pourtant commune en Amérique du Nord. Toutefois, la découverte plutôt récente de cette espèce en 1973 pourrait expliquer ce manque d’informations. Ainsi, essayons de voir ce que pourrait être Pelegrina flaviceps au travers des caractéristiques des Salticidae. 

    Un système visuel unique!

    On compte plus de 5 000 espèces de Salticidae ce qui fait de cette famille la plus diverse de toutes les Araneae. Ceux-ci ont une des visions les plus précises de tous les invertébrés (Maddison, 2011), vision qui est d’ailleurs une synapomorphie de ce groupe (Maddison & Hedin, 2003). Leurs yeux sont groupés en deux groupes : 4 à l’avant de la tête et 4 au dessus. Les deux plus grands (les yeux médians antérieurs (AME)) jouent un rôle homologue à celui de notre fovéa permettant une vision très précise dans un champs visuel rétréci et les 6 autres yeux permettent une vision périphérique moins nette (Maddison, 2011). Pour pouvoir traquer sa proie le mieux possible, l’araignée sauteuse doit donc la garder dans le champ de vision réduit de ses deux AME ce qui ne peut pas être fait en bougeant leurs yeux dans leurs orbites, puisque les lentilles des araignées font partie de leur carapace, ce qui les rend immobiles. L’araignée sauteuse devra donc bouger sa carapace, comportement pouvant alerter la proie de sa présence. Cependant, la Salticidae ayant plus d’un tour dans son sac, des muscles spécialisés lui permettent de bouger directement la rétine de ses AME pour éviter d’être détectée (Maddison, 2011). La structure de la rétine des AME en elle-même est unique : elle est constituée de plusieurs niveaux permettant de compenser pour d’éventuelles aberrations chromatiques (Richman & Jackson, 1992). Grâce à une lentille située juste devant la rétine, le système visuel des Salticidae devient un outil doté d’un grand pouvoir de résolution et de discrimination (Figure 8). Avec ces caractéristiques, il n’est pas étonnant que la vision ait été un facteur évolutif important chez ce groupe, tant au niveau de la chasse que de la sélection sexuelle, et pourrait expliquer pourquoi plusieurs Salticidae ont des patrons complexes de couleurs (Richman & Jackson, 1992).

    Figure 8. Structure interne des yeux médians antérieurs des Salticidae

    Des stratégies de prédation de pointe

    La plupart des Salticidae sont diurnes, caractéristique rare chez les araignées, mais concordant avec leur système visuel unique. Un certain comportement de chasse est observé chez les représentants de cette famille qui sont, pour la majorité, carnivores (Richman & Jackson, 1992):

    1. L’individu aligne son abdomen avec son céphalothorax et commence à ramper lentement vers la proie, un peu à la manière d’un chat.
    2. Lorsque l’individu est près de la proie, il s’immobilise en abaissant son corps et saute ensuite sur la proie.

    Deux méthodes de recherches de proies existent chez les Salticidae. Une méthode plus passive, où l’araignée se positionne à un endroit et scrute son environnement à la recherche d’une proie, et une méthode plus active, où l’araignée va se déplacer à la recherche d’une proie jusqu’à en trouver une (Richman & Jackson, 1992). Les Salticidae peuvent utilisées des détours lors de la poursuite d’une proie, en la perdant de vue temporairement, et tout de même réussir à l’attraper. Ce comportement suggère certaines capacités à résoudre des problèmes chez ces araignées (Richman & Jackson, 1992). Bien sûr, vu la diversité de cette famille, il existe un nombre incalculable de stratégies de prédation adaptées au type de proie chassée et la majorité des Salticidae auront plus d’une seule stratégie, dépendant de la proie, de la circonstance ou même de l’environnement au moment de la chasse (Richman & Jackson, 1992).

    Alors on danse?

    Le système visuel des Salticidae a contribué à un dimorphisme sexuel chez presque toutes les espèces de cette famille. En effet, ayant une vision permettant de voir un spectre de couleur vaste, allant du rouge au rayons U.V. (Lim & Li, 2006), et pouvant détecter le moindre mouvement, une forte pression de sélection a été faite sur les mâles, les amenant à développer un patron de couleurs vives et/ou des rituels de danse complexes (Masta & Maddison, 2002). Chaque espèce possède son propre répertoire de comportement pour l’accouplement et la taille de chaque répertoire peut varier d’une espèce à l’autre (Richman & Jackson, 1992). Ainsi, avec leur petite taille, leurs grands yeux ainsi que les couleurs vives et les danses effrénées de certaines espèces tropicales, on comprend aisément pourquoi les Salticidae sont devenues la cible d’un certain engouement du public, conquis par leur côté mignon.

    Par contre, le processus d’accouplement ne se limite pas qu’aux stimuli visuels. En effet, les Salticidae ont plusieurs techniques de communication qu’elles utilisent avec leur partenaire potentiel: la communication tactile, par stridulation, par vibrations faites sur une toile ou encore par phéromones qui seront captés par des chimiorécepteurs chez le sexe opposé (Richman & Jackson, 1992). Ce qui est intéressant, c’est que tout comme les comportements de prédation, les stratégies liés à la reproduction vont dépendre des conditions environnantes. Ainsi, selon l’endroit où est située la femelle et sa maturité, différentes stratégies vont être utilisées (Richman & Jackson, 1992). Ci-dessous, un exemple de la stridulation chez les Salticidae:

    Si la femelle est satisfaite de la prestation du mâle, elle le laissera insérer ses pédipalpes dans son appareil reproducteur afin qu’il y dépose sa semence et le mâle, une fois la chose faite, repartira vite afin d’éviter de se faire consommer par la femelle (Foelix, 1982, p.194).

    Il m’a mise enceinte, quoi faire maintenant?

    Quelques semaines après la copulation, la femelle est prête à pondre ses centaines d’œufs et produire le cocon de soie dans lequel ils seront installés, les empêchant ainsi d’être exposé directement à l’environnement (Foelix, 1982, p.200). Contrairement à ce qu’on pourrait croire, les œufs ne sont fertilisés qu’au moment où ils sont déposés dans le cocon, le sperme ayant été entreposé dans les réceptacles séminaux antérieurement. Avec la ponte des œufs vient un liquide visqueux qui, une fois séché, cimentera les œufs ensemble (Foelix, 1982, p.200). Pendant ce temps, la majorité des femelles de Salticidae vont prendre soin de leur descendance, que ce soit en défendant le cocon, en prenant soin des nouveaux-nés ou encore, plus rarement, en les nourrissant directement. Lorsque les œufs éclos, les jeunes araignées correspondent à une version miniature de leurs parents (Foelix, 1982, p.205-206) qui grandira peu à peu à travers une série de mues jusqu’à devenir mature. Le nombre de mues dépendra alors de la taille finale de l’individu, un individu adulte d’une espèce plus petite sera passé à travers moins de mues qu’un individu d’une espèce généralement plus grande (Foelix, 1982, p.220). Malheureusement, le cycle de vie des araignées n’a été étudié que pour quelques espèces, d’où une description un peu général de leur développement.

    Références

    CCE. (1997). Les régions écologiques de l’Amérique du Nord : vers une perspective commune. Section des communications et de la sensibilisation du public du Secrétariat de la Commission de coopération environnementale. Montréal, QC. 70 p.

    Foelix, R. F. (1982). Biology of spiders. Harvard University Press, Cambridge, MA.

    Gloor, D., Blick, T., Nentwig, W., Kropf,  C. & Hänggi, A. (2010). Spiders of Europe. Site: https://araneae.nmbe.ch/key

    Jocqué, R., & Dippenaar-Schoeman, A. S. (2007). Spider Families of the World. Musée royal de l’Afrique centrale.

    Kaston, B. J. (1973). Four New Species of Metaphidippus, with Notes on Related Jumping Spiders (Araneae: Salticidae) from the Eastern and Central United States. Transactions of the American Microscopical Society. 92: 106.

    Lim, M. L., & Li, D. (2006). Extreme ultraviolet sexual dimorphism in jumping spiders (Araneae: Salticidae). Biological Journal of the Linnean Society, 89(3), 397-406.

    Maddison, W. P. (2011). Salticidae. Jumping Spiders. Version 12 October 2011 (under  construction). http://tolweb.org/Salticidae/2677/2011.10.12 in The Tree of Life Web Project, http://tolweb.org/

    Maddison, W.P. (1996). Pelegrina franganillo and other jumping spiders formerly placed in the genus Metaphidippus (Araneae: Salticidae). Bulletin of the Museum of Comparative Zoology. l54(4): 215-368.

    Masta, S. E., & Maddison, W. P. (2002). Sexual selection driving diversification in jumping spiders. Proceedings of the National Academy of Sciences, 99(7), 4442-4447.

    Paquin, P. & Dupérré, N. (2003). Guide d’identification des Araignées (Araneae) du Québec. Fabreries, Supplément 11. 251 pages.

    Pelegrina flaviceps (Kaston, 1973) in GBIF Secretariat (2017). GBIF Backbone Taxonomy. Checklist dataset https://doi.org/10.15468/39omei accessed via GBIF.org on 2018-10-27.

    Prószyński, J. (2016). Monograph of the Salticidae (Aranea) of the World 1995-2015. Part II. Global Species Database of Salticidae (Aranea). Version du 30 octobre 2016, en ligne au http://www.peckhamia.com/salticidae/salticidae.php . Consulté le 27 octobre 2018.

    Richman, D. B., & Jackson, R. R. (1992). A review of the ethology of jumping spiders (Araneae, Salticidae). Bulletin of the British arachnological Society, 9(2), 33-37

    Ubick, U., Paquin, P., Cushing, P. E. & Roth, V. (eds). (2005). Spiders of North America: an identification manual. American Arachnological Society. 377 pages.

  • Necrodes surinamensis (Fabricius 1775)

    – UN PARTISAN DE LA MORT –« Red-lined carrion beetle »


    Texte, photographies, illustrations et identification du spécimen par

    Muriel DESLAURIERS
    Emmanuelle PELLETIER

    Texte et figures (sauf si indiqué) CC BY-SA 2018, par les auteures.

    L’espèce, récoltée le 6 septembre 2018 à la Station de biologie des Laurentides de l’Université de Montréal, a été décrite pour la première fois, sous le genre Silpha, en 1775 par Johan Christian Fabricius, un entomologiste danois, dans son ouvrage « Systema entomologiae ». Necrodes surinamensis est un large coléoptère nécrophage de la famille des Silphidae. On le connaît sous le nom de « Red-Lined Carrion Beetle » ou plus rarement sous le nom de « Surinam Carrion Beetle ». Ce charognard mesure 2 cm de long en moyenne. Il est actif la nuit et parcourt tel un vagabond les carcasses d’animaux morts se nourrissant de la chair en décomposition et des asticots qui s’y trouvent. Les mâles et les femelles se reproduisent dans la crâne ou la cavité thoracique du cadavre (Shubeck, 1971). Les œufs sont ensuite déposés sur la surface du sol ou sur la carcasse de l’animal. Lorsque que la carcasse n’offre plus de ressources intéressantes, N. surinamensis vole à la recherche d’une nouvelle mort à proximité (Welton et Fleenor, 2003).

    Figure 1. «Systema entomologiae» de Johan Christian Fabricius

    IDENTIFICATION

    Cette espèce se retrouve dans l’ordre des Coleoptera – facilement identifiable grâce aux ailes antérieures durcies en élytres – et dans la famille des Silphidae.  Les antennes des Silphidae sont particulières par ses 4 segments à leurs extrémités plus larges que les autres et formant un « club » distinct. Les élytres de cette famille sont souvent noirs et oranges et le corps de l’insecte mesure plus de 12 mm, comme il est visible sur le spécimen.  Également, le scutellum est lisse et sans stries, les palpes des pièces buccales sont longs et évidents et plus de quatres segments sont visibles sur l’abdomen. Finalement, trois terga sont exposés sous les élytres et la tête est dépourvue d’ocelles (voir clé d’identification des Coleoptera). L’espèce elle-même est identifiable grâce à son pronotum complètement noir et glabre – tout comme sa tête – et ses élytres non-tronqués (Figures 2,3,4) (Majka, 2011).

    Figure 2. Illustration des éléments clés permettant l’identification de l’espèce

    Figure 3. Vue ventrale de Necrodes surinamensis et un caractère permettant l’identification de la famille des Silphidae

    Figure 4. Photographie de la vue dorsale de Necrodes surinamensis et certaines caractéristiques permettant l’identification de l’espèce

    Figure 5. Photographie de Necrodes surinamensis et d’autres caractéristiques permettant l’identification de l’espèce

    CLASSIFICATION

    Embranchement Arthropoda
    Sous-embranchement Hexapoda
    Classe Insecta
    Ordre Coleoptera
    Sous-Ordre Polyphaga
    Infra-Ordre Staphyliniformia
    Super-Famille Staphylinoidea
    Famille Silphidae
    Sous-Famille Silphinae
    Genre Necrodes
    Espèce Necrodes surinamensis (Fabricius, 1775)

                                OÙ TROUVER CETTE ESPÈCE?

    La distribution de N. surinamensis est relativement vaste. Le coléoptère se retrouve un peu partout en Amérique du Nord. Cette espèce est indigène des zones tempérées. Elle se trouve principalement dans les provinces du Canada et dans les régions nord et est des États-Unis (Figure 6). Il n’est toutefois pas impossible de la trouver dans les zones tropicales soit possiblement au Mexique et rarement dans le nord de l’Amérique du Sud. Ce sera plutôt des espèces endémiques pour ce type de région. Leur absence en climat tropical pourrait être expliquée par l’occupation de leur niche écologique par d’autres charognards retrouvés dans ces régions. Également, N. surinamensis est une espèce se nourrissant des asticots sur les carcasses d’animaux – le plus souvent des mammifères – et parfois des carcasses elles-mêmes et d’excréments. Dans un climat trop chaud, les animaux morts ne subsistent pas assez longtemps pour compléter le développement du coléoptère. Les carcasses sont soit consommées par les vautours, les fourmis et les mouches, ou réduites par dessiccation par le soleil en quelques heures. Son habitat reste très varié considérant sa distribution assez large allant des température de -20 °C en hiver jusqu’au climat chaud et humide de l’Amérique de Sud (Ratcliff, 1972). Il reste plusieurs incertitudes concernant sa distribution étendue en raison des efforts d’échantillonnages limités en régions tropicales.

    Figure 6. Distribution (probable) nord américaine de Necrodes surinamensis (manque de données sur sa répartition)

    DE L’OEUF À L’ADULTE

    Insecte nécrophage, N. surinamensis possède un odorat très performant avec lequel il peut détecter un cadavre fraîchement mort à des kilomètres et ce, grâce à de puissants chimiorécepteurs présents dans les antennes. De ce fait, il complète son cycle de vie sur la carcasse ou juste aux côtés de celle-ci. Ce substrat, utilisé pour son alimentation, est aussi exploité pour des fins de reproduction (Mougeat, 2012). La reproduction entre un mâle et une femelle N. surinamensis a lieu à proximité ou sur une carcasse. Cette espèce se reproduit à de multiples occasions, lorsqu’elle entre en contact avec le sexe opposé.  Comme il n’y a généralement pas de dimorphisme sexuel, le sexe doit être confirmé au contact physique de l’individu. Une fois la copulation effectuée et les oeufs développés dans la femelle, celle-ci les déposent un à un sur la carcasse ou sur le sol à ses côtés. Comme la ponte perdure sur quelques jours, les larves d’insectes retrouvés sur la même carcasse sont donc à des phases différentes de leur développement. Les oeufs prennent avec le temps la couleur du sol sur lequel ils se retrouvent, leurs conférant une rigidité et les protégeant jusqu’à un certain point des prédateurs. En général, les oeufs éclosent après deux à quatre jours et les larves cherchent immédiatement à se nourrir. La première mue s’effectue ensuite après un à plusieurs jours, dépendemment des conditions climatiques.  Il s’en suit ensuite deux autres mues, puis la larve de quatrième stade s’éloigne de la carcasse pour commencer la nymphose en passant par un stade de pupe de pharate, sous le sol ou des débris, pour 12 à 17 jours. L’adulte y émerge ensuite et retourne à la carcasse animale, pour vivre de quelques jours jusqu’à quelques semaines (Figure 7). Les conditions climatiques et la vitesse d’altération du cadavre restent des facteurs limitant au développement larvaire (Ratcliff, 1972).

    Figure 7. Représentation visuelle du cycle de vie de Necrodes surinamensis

    NECRODES SURINAMENSIS,  EN DANGER?

    Les larves de N. surinamensis sont les proies de quelques prédateurs agiles, qui les attrapent sur les carcasses sur lesquelles ils vivent.  Lors de la mue de la larve, celle-ci est particulièrement vulnérable et devient une source de nourriture facile pour d’autres espèces de coléoptères dans les familles des Staphylinidae, Histeridae et Silphidae (la même famille que N. surinamensis!).  Quant aux oeufs et aux nymphes de l’espèce, ils peuvent servir de repas pour entre autres des coléoptères, des acariens et même des fourmis. Pour l’adulte, les prédateurs principaux sont les amphibiens, reptiles et petits mammifères insectivores (Ratcliff, 1972).

    UN COLÉOPTÈRE QUI SAIT SE DÉFENDRE

    Lorsqu’un N. surinamensis adulte se sent en danger, son moyen de défense principal consiste à éjecter un liquide brun par son anus sous le principe d’un vaporisateur (Roach, Eisner et Meinwald, 1990), une caractéristique unique à l’espèce. En effet, une seule glande produit une substance composée d’acides aliphatiques et d’alcools terpéniques qui repousse, grâce à son odeur désagréable, les prédateurs à la chasse. Le bout de l’abdomen de ce Silphidae peut faire une rotation dans toutes les directions permettant au liquide de toujours atteindre le sujet mettant sa vie en danger.  L’étude de Eisner et al. (1985) décrit les effets des produits présents dans le liquide éjecté. L’article propose que des substances nommés « necrodols α et β », un type de monoterpène, soit en partie responsable de l’effet répulsif et irritant de la sécrétion, en plus, entre autres, d’acide octanoïque (Eisner, Deyrup, Jacobs, et Meinwald, 1985). Chez la larve, ce liquide ne peut pas être éjecté avec force, laissant comme seul moyen de défense de se tordre frénétiquement. L’adulte N. surinamensis est également connu pour son déplacement à la course assez rapide lorsqu’elle choisit de fuire plutôt que de se battre (voir démonstration de la course de N. surinamensis). Le coléoptère choisit plus souvent ce moyen de transport plutôt que le vol en situation dangereuse (Ratcliff, 1972).

    DES INSECTES MACABRES!

    Malgré toutes les éventualités dans la vie d’une espèce animale, celle-ci y trouve inévitablement la mort. Moment funèbre pour certains, cette mort apporte pourtant une vraie étendue de vie, une continuité sans précédent. Une carcasse deviendra rapidement l’hôte d’une multitude d’organismes dont les insectes nécrophages. Un écosystème sans pareil qui héberge majoritairement des diptères et des coléoptères. Ces derniers colonisent de manière successive la carcasse selon les odeurs particulières et spécifiques dégagées au cours de la détérioration du corps (Masselin, 1995). Ainsi, les insectes se succèderont en vague depuis la mort jusqu’à la dessiccation complète du corps. Comme les Necrodes surinamensis sont friands d’asticots (larves de diptères), on les retrouve sur des carcasses d’animaux incluant les corps humains en décomposition (voir vidéo de l’espèce sur une carcasse de cochon). Plusieurs insectes opportunistes se retrouvent donc sur les scènes de crime, pour profiter de la chair de la carcasse ou de la quantité phénoménale de larves. Cette tendance est utilisée dans un domaine de la criminologie: l’entomologie forensique (pour plus amples informations, veuillez consulter le vidéo ci-dessous). La présence des insectes est utilisée pour déterminer, entre autres, l’heure de la mort, la cause de la mort et le déplacement du corps (Joseph, Mathew, Sathyan et Vargheese, 2011). Moins étudié en entomologie forensique que les diptères, les coléoptères font partie intégrante de l’écosystème du cadavre. Le potentiel des Silphinae en entomologie forensique provient de leur préférence pour des carcasses de grande taille. Les Silpha interviennent au stade de la fermentation ammoniacale soit la liquéfaction noirâtre des tissus. Ils prennent donc domicile chez le cadavre 4 à 8 mois après la mort de l’individu (Masselin, 1995).

    Références

    Barrentine, C.  (11 juillet 2009). Red-lined burying Beetle (Silphidae: Necrodes surinamensis?) Running [Vidéo en ligne].  Repéré à https://www.youtube.com/watch?v=SPsWTQFdoJI

    Beirne, S.M. (2012). Distribution of Carrion Beetles (Coleoptera : Silphidae) in Different Geographic Regions of Virginia (Thèse de mémoire, Virginia Polytechnic Institute and State University, Blacksburg). Repéré à https://vtechworks.lib.vt.edu/bitstream/…/Beirne_SM_T_2013.pdf?

    Eisner, T., Deyrup, M., Jacobs, R., & J. Meinwald. (1986). Necrodols: Anti-insectan terpenes from defensive secretion of carrion beetle (Necrodes surinamensis). Journal of Chemical Ecology, 12(6), 1407‑1415. Repéré à https://doi.org/10.1007/BF01012360

    ForensicEnto.  (14 mars 2013).  Forensic Entomology – death feeding insects [Vidéo en ligne].  Repéré à https://www.youtube.com/watch?v=PSOCbJXWhK8

    Joseph, I., Mathew, D. G., Sathyan, P., & G. Vargheese. (2011). The use of insects in forensic investigations: An overview on the scope of forensic entomology. Journal of forensic dental sciences, 3(2), 89-91.  Repéré à https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC3296382/

    Majka, C.G. (2011). The Silphidae (Coleoptera) of the Maritime Provinces of Canada. Journal of the Academy of the Entomological Society, 7, 83-101. Repéré à https://scholar.google.com/scholar_lookup?hl=en&publication_year=2011&pages=83-101&author=C.G.+Majka&title=The+Silphidae+%28Coleoptera%29+of+the+Maritime+Provinces+of+Canada

    Masselin, P. (1995). Entomologie et médecine légale. Insectes, 97, 7-10. Repéré à https://www7.inra.fr/opie-insectes/pdf/i97masselin.pdf

    Mougeat, K. (2012). L’entomologie forensique (Thèse de doctorat, Université de Nantes, France). Repéré à archive.bu.univ-nantes.fr/pollux/fichiers/…/dba65e7f-5cb8-4285-bedc-c24b395f074f

    National Geographic. (30 octobre 2014).  The bugs that decompose our bodies and help solve CSI secrets [Vidéo en ligne].  Repéré à https://www.youtube.com/watch?v=vwj-fvoLJ3M

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    Welton Taber, S. & S.B. Fleenor. (2003). Insects of the Texas Lost Pines. (1e éd.) College Station : Texas AE-M University Press.

  • Anax junius (Drury 1773)

    Par Delphine EYMIEU et Lucille JOYEUX

    Texte et figures (sauf si indiqué) CC BY-SA 2018, par les auteures.

    Anax junius (Drury, 1773) l’anax précoce

    L’espèce Anax junius a été décrite pour la première fois en 1773 par Drury. Notre spécimen (Figure 1) a été attrapé le 06 septembre 2018 à l’aide d’un filet fauchoir sur le Chemin du Lac Croche menant à la station de biologie des Laurentides (Figure 2) aux coordonnées suivantes: Latitude 45.9842 | Longitude  -74.009

    Figure 1 : Vue dorsale de Anax junius (Photo prise par Lucille Joyeux)

    Figure 2 : Chemin du Lac Croche (Photo prise par Zachary Bélisle)

    Classification

     Embranchement  Arthropoda

         Sous-embranchement  Hexapoda

              Classe  Insecta

                   Ordre  Odonata

                       Sous-ordre   Anisoptera

                          Famille   Aeshnidae

                             Genre  Anax

                                Espèce  Anax junius

    Identification

    Pour identifier précisément notre spécimen, nous avons utilisé deux clés d’identification (Robert, 1957 ; Pilon et Lagacé, 1998). Le processus d’identification de notre spécimen a été relativement simple grâce à sa grande taille (7.4cm) qui a facilité nos observations.

    Nous avons d’abord chercher la famille de notre odonate grâce à la clé d’identification des familles de Robert A. (1957).

    On remarque que la largeur de la base des ailes est différente, en effet, la base de l’aile postérieure est plus large que la base de l’aile antérieure. Ce caractère nous a permis d’approuver que notre spécimen provient du sous-ordre Anisoptera, soit plus communément des libellules. Ensuite, on voit que la distance entre l’arculus et le triangle est à peu près égale dans les deux paires d’ailes (Figure 3). Le ptérostigma, qui est la tâche noire à l’extrémité de chaque aile, est pourvu d’une grosse nervure oblique à son bord interne, et on observe également que les yeux se touchent. Ces 3 observations de caractères permettent de dire que notre anisoptère est plus précisément de la famille des Aeshnidae.

    Figure 3 : Caractéristiques de l’aile antérieure et postérieure de Anax junius (Photo prise et modifiée par Lucille Joyeux)

    Une fois notre famille trouvée, nous avons cherché l’espèce grâce à la clé d’identification de Pilon J-G. et Lagacé D. (1998).

    Cette recherche a été très simple puisque notre espèce a un caractère bien précis qui la différencie des autres Aeshnides de l’Amérique du Nord : son thorax de couleur vert. Ce caractère est unique à l’espèce Anax junius en Amérique du Nord.

    Nous avons également pu déterminer facilement le sexe de notre Anax junius puisque cette espèce a un dimorphisme sexuel visuel : la couleur de son abdomen. Chez les mâles, l’abdomen est de couleur bleue tandis que chez la femelle, l’abdomen est de couleur brune. Notre Anax junius est donc une femelle.

    Description

    Anax junius fait partie des plus grosses libellules, atteignant 7 ou 8 cm de long. Leurs yeux sont grands, leur thorax est court et robuste et leur abdomen est long et mince. Tous les individus, mâles et femelles, possèdent un thorax vert et une ligne noire qui s’étend sur leur surface supérieure. (Needham et Westfall, 1955). Cependant, les individus sont polymorphes selon le sexe. Les mâles ont le thorax, le visage, et les yeux de couleur verts ternes. Le premier segment de leur abdomen est vert, et les 2 à 6 autres segments sont de couleurs bleu vif après quoi l’abdomen s’estompe en vert terne puis devient sombre.  Chez la plupart des femelles, les yeux sont brun, les deux premiers segments abdominaux sont verts, et le reste de l’abdomen est brun rougeâtre (Fraker et Luttbeg, 2012). Chez le juvénile, l’abdomen est vert terne, rougeatre ou brun. Les ailes sont incolores ou orange et prennent une couleur ambrée à mesure qu’elles vieillissent, notamment chez les femelles. (Fraker et Luttbeg, 2012)

    Cycle de vie

    Les libellules Anax junius sont hémimétaboles, c’est-à-dire sans stade immobile entre la larve et l’adulte.

    1. La reproduction a normalement lieu dans un habitat d’eau calme, par exemple les étangs, les lacs, les marais, les marécages, les cours d’eau lents. (Beaton, 2007).

    2. Les œufs sont pondus dans des habitats aquatiques et éclosent après au moins 6 ou 7 jours. Les œufs éclosent en nymphes et subissent 9 à 13 instars nymphaux. Les nymphes ont un abdomen ovale allongé, de grands yeux et un grand labium qui peut être étendu pour capturer une proie. Les nymphes Anax junius ont des labiums plats avec des palpes pointues qui sont utilisées pour lancer une proie. Ils sont généralement de couleur marron ou verte. Les derniers stades peuvent atteindre 3,5 à 5 cm de long (Paulson, 2011).

    3. Lorsqu’elles atteignent la fin du stade nymphal, les nymphes sortent de l’eau et cherchent un endroit pour émerger de leur exuvie. Leurs ailes se déploient à mesure que les ailes et le corps se dilatent. À ce moment là, elles sont des adultes sexuellement immatures. Elles quittent leur peau nymphale et gagnent rapidement en masse. La cuticule durcit et leur couleur devient plus distinct. Le temps total de développement des nymphes peut prendre presque 1 an. Les nymphes terminent leur développement à l’âge adulte en juin et en juillet. (Hopkins et al, 2011)

    4. Les adultes ne vivent que plusieurs semaines à un peu plus d’un mois après avoir atteint l’âge adulte (Paulson, 2011).

    Distribution géographique

    Anax Junius est répandue majoritairement dans la région du Néarctique. Elles sont présentes sur l’ensemble des États-Unis, du Canada et du Mexique (Figure 4).

    Leur aire de répartition s’étend également à Hawaii, à Tahiti, aux Antilles, en Chine et dans la péninsule en Russie. Parfois les individus sont emportés par des tempêtes ou des vents violents dans des régions comme aux Bermudes, au Royaume-Uni et en France. Anax Junius reste l’une des libellules les plus répandues en Amérique du Nord. (Corbet, 1999)

    Figure 4 : Distribution géographique de Anax junius selon le IUCN Red List of Threatened Species (Carte prise sur iucnredlist.org le 30 octobre 2018)

    Populations de Anax junius

    Cette espèce a deux types de population différentes: les populations résidentes et migratrices.

    Les populations résidentes restent dans la zone générale d’où elles émergent. Pour les populations résidentes du Nord, les adultes s’accouplent et pondent de fin juillet à août. La progéniture qui en résulte éclot et se développe vers le mi-stade puis hiverne lorsque la température baisse. Le temps total de développement des nymphes peut prendre de 11 à 12 mois pour les résidentes, puisque les nymphes ont terminé leur développement lorsque les températures se réchauffent au printemps, puis apparaissent à l’âge adulte en juin et en juillet (Trottier, 1971).

    Les adultes qui migrent vers le Nord tendent à arriver avant l’émergence des résidentes du Nord au printemps. Les adultes migrateurs s’accouplent et pondent en juin. Contrairement aux populations résidentes, le développement nymphal des progénitures migrantes ne prend que 3 à 5 mois et elles ne passent pas l’hiver. Elles émergent généralement en fin août et en septembre. Elles commencent souvent leur migration à l’âge immature, se nourrissant en cours de route pour devenir adultes. Les adultes s’accouplent et pondent pendant la migration et lorsqu’ils atteignent leurs destinations méridionales. La progéniture produite se développe pendant l’hiver chaud austral, avant de devenir adulte et de migrer vers le Nord (Trottier, 1971).

    La migration nécessite non seulement des comportements spécifiques au stade adulte mais également des adaptations du développement des larves aquatiques. La prédation des poissons a une grande influence sur la survie et le développement des larves. La survie des larves sont plus élevée si les poissons insectivores sont absents. Les conditions climatiques peuvent favoriser la reproduction et la période de migration. (May et al., 2017)

    Bibliographie

    Beaton, G. (2007). Dragonflies & Damselflies of Georgia and the Southeast. University of Georgia Press, Athens, Georgia.

    Corbet, P. (1999). Dragonflies Behavior and Ecology of Odonata. Ithaca, New York: Cornell University Press

    Fraker, M., et B. Luttbeg. (2012). Predator-prey space use and the spatial distribution of predation events. Behaviour, 149(5)

    Hopkins, G., Gall, B., et Brodie, E. (2011). Ontogenetic Shift in Efficacy of Antipredator Mechanisms in a Top Aquatic Predator, Anax junius (Odonata: Aeshnidae). Ethology, 117(12)

    Needham, J.G. et Westfall, M.J. (1955) The Manual of the Dragonflies of North America (Anisoptera): Including the Greater Antilles and the Provinces of the Mexican Border. University of California Press, Berkeley and Los Angeles.

    May, M.L., Gregoire, J.A., Gregoire, S.M., Lubertazzi, M.A., Matthews, J.H. (2017). Emergence phenology, uncertainty, and the evolution of migratory behavior in Anax junius (Odonata: Aeshnidae). PLoS ONE. 12(9)

    Paulson, D. (2011). Dragonflies and Damselflies of the East. Princeton, New Jersey: Princeton University Press.

    Pilon, J-G., et Lagacé, D. (1998). Les odonates du Québec. Chicoutimi, Canada: Entomofaune du Québec (EQ) Inc. 

    Robert, A. (1957). Les principales libellules du Québec (Vol. 7, N°9). Ottawa, Canada : Le Jeune Naturaliste. 

    Trottier, R. (1971). Effect of temperature of the life of Anax junius (Odonata : Aeshnidae) in Canada. The Canadian Entomologist. 103(12)

  • Neotibicen canicularis (Harris 1841)

    Par Amélie BROCHERIEUX et ANONYME

    Texte et figures (sauf si indiqué) CC BY-SA 2018, par les auteures.

    Le spécimen de notre étude a été récolté mort à proximité l’entrée de l’Avenue Claude-Champagne du pavillon Marie-Victorin (45.511, -73.610), le 6 septembre 2018. Il s’agit d’une cigale caniculaire, décrite pour la première fois par T.W. Harris en 1841 et nommée Tibicen canicularis.

    Figure 1. Neotibicen canicularis femelle, avec ses 2 paires d’ailes repliées vers l’arrière

    Taxonomie

    Embranchement                   Arthropoda
    Classe                                        Insecta
    Ordre                                         Hemiptera
    Sous-ordre                              Auchenorrhyncha
    Super famille                          Cicadoidea
    Famille                                      Cicadidae
    Genre                                         Tibicen (Latreille 1825)
    Nouveau genre                       Neotibicen (Hill & Moulds 2015)
    Espèce                                       Neotibicen canicularis (Harris 1841)
    Nom commun                         Cigale caniculaire (fr.), Dog-day cicada (en.)

    Identification par étude de l’anatomie externe

    Une espèce de l’ordre des Hemiptera

    L’observation des pièces buccales du spécimen a permis de déterminer sa classe et son ordre. C’est un animal ectognathe, il est donc classé chez les Insecta (Nowak, 2010). Il présente, de plus, les caractères apomorphiques des Hempitera avec des pièces buccales exemptes de palpes et modifiées en rostre de type piqueur suceur (Fig. 2).
    L’étude approfondie des ailes du spécimen confirme son appartenance au groupe des Hémiptères puisqu’il en possède deux paires apparentes et capables de se replier dans deux axes (Fig. 1 & 3). Ces ailes membraneuses, transparentes et peu nervurées sont de taille différente, la longueur des antérieures représentant au moins 4/3 de celle des postérieures (Fig. 3).

    Figure 2. N. canicularis femelle, face ventrale

    Figure 3. Ailes, membraneuses et transparentes, déployées du côté latéral gauche d’une femelle N. canicularis

    Une espèce de la famille des Cicadidae

    Les ouvrages utilisés pour identifier la famille de ce spécimen sont ceux de Roth (1980) ainsi que la clef d’identification de Johnson et Triplehorn (2004).
    Cet insecte, dont le rostre sort de l’arrière de la tête et suit le thorax (opistognathe) (Fig. 2), porte des antennes courtes et fines comme des poils (Fig. 4) et ses tarses sont composés de 3 segments (Fig. 5) ; ces caractères morphologiques permettent de le classer dans le sous-ordre des Auchenorrhyncha.
    L’étude plus précise de la tête et des ailes révèle l’absence de 3 caractères : la carène verticale saillante entre les antennes, les tegulae à la base des ailes et les nervures Y de la partie anale de l’aile antérieure (Fig. 3), ce qui indique que le spécimen est apparenté à la super-famille de Cicadoidea.
    Le spécimen porte 3 ocelles sur le haut de la tête, entre les deux yeux (Fig. 4), permettant de le rattacher à la famille Cicadidae. Ceci est confirmé d’une part, par la position des ailes au repos, en tente par-dessus l’abdomen sans chevauchement, par leur texture, membraneuse uniforme, et, d’autre part, par l’absence de prédispositions pour le saut (Fig. 1).

    Figure 4. N. canicularis femelle vue de face

    Figure 5. Patte de N. canicularis femelle dont le tarse est composé de 3 segments

    Une espèce du genre Tibicen

    L’identification du genre du spécimen s’appuie à la fois sur la clef d’identification des cigales d’Amérique du Nord, publiée par Moore (2001), et sur l’article de Sanborn et Phillips (2013) qui précise que 2 genres de Cicadae sont présents au Québec.
    Ce spécimen d’environ 30mm et aux yeux foncés (Fig. 1 & 4) est une femelle puisqu’il ne possède pas de timbales mais un ovipositeur (Fig. 2). L’observation latérale de l’abdomen met en évidence quelques taches blanches qui sont cependant absentes au niveau de l’apex (Fig. 1 & 2).
    Ses ailes antérieures mesurent 35mm de long soit 2,6 fois la largeur de la tête (13mm) (Fig. 3 & 4). Leur bord costal, non incurvé, n’est épaissi que sur une partie. Les nervures sont de couleurs brunes et vertes. La comparaison des 2 cellules basales de l’ailes montre que la ‘centrale’ est plus allongée que la ‘costale’ (la zone d’intersection des nervures M et Cu est plus éloigné que l’apex de la cellule basale ‘costale’) (Borror & al., 1989) (Fig. 3). Surplombant la base des ailes, le mésonotum est sans relief. Le pronotum, vert et noir, épouse la forme de la tête sans créer de proéminences latérales triangulaires (Fig. 4).
    L’ensemble de ces caractéristiques permet de classer le spécimen dans le genre Tibicen qui compte 38 espèces réparties dans l’Est du Canada, dans le Nord du Mexique et partout aux Etats-Unis à l’exception de l’Ouest.

    L’espèce N. canicularis

    La clef d’identification des cigales du Michigan, complétée par l’article de Sanborn et Phillips (2013) qui précise qu’une seule espèce de Tibicen est présente au Québec, a permis de nommer notre spécimen.
    En effet, la longueur totale de l’insecte (ailes incluses) (42mm) (Fig. 1), la couleur du collier pronotal (marron et vert) (Fig. 4), la présence d’une ligne médiane noire sous l’abdomen (Fig. 2) et l’origine de la première nervure transversale de l’aile antérieur (à ¼ du début de la case marginale) (Fig. 3), ajoutés aux caractères précédents, permettent de déterminer qu’il s’agit d’une femelle de l’espèce Tibicen canicularis. En 2015, suite à des analyses génétiques, les espèces du genre Tibicen ont été reclassées dans de nouveaux genres. Ainsi, T. canicularis a été renommée Neotibicen canicularis (Hill & al., 2015).

    Répartition géographique

    N. canicularis est une cigale native du Mexique et de l’Amérique du Nord (Figure 6) qui peut donc être observée au Québec (Sanborn & Phillips, 2013).

    Figure 6. Distribution de N. canicularis en Amérique du Nord et au Canada (carte dessinée par A. Brocherieux à partir des informations du site InsectIdentification)

    Reproduction & Cycle de développement

    La sérénade, une caractéristique de la cigale

    Au moment de la reproduction, les adultes se reconnaissent grâce à des signaux acoustiques (Resh & Cardé, 2003). Le mâle émet un chant nuptial pour repérer les femelles qui lui répondent entre Mai et Novembre (Clef d’identification des cigales d’Amérique du Nord).

    Le mâle possède des timbales, membranes positionnées de chaque côté du premier segment abdominal, cachées par des opercules et reliées à un muscle abdominal. La succession des contractions et des relâchements musculaires fait vibrer la membrane de la timbale produisant des signaux sonores. Le son émis varie avec la force et l’intensité des contractions. Les mâles N. canicularis produisent un son aigu, s’intensifiant d’abord avant de s’atténuer progressivement. Le genre Tibicen possède le chant le plus intense d’Amérique du Nord, pouvant atteindre 106 décibels (Agriculture et Agroalimentaire Canada, 2010).

    Écouter N. canicularis

    L’accouplement et la ponte

    Le mâle se déplace, en marchant ou en volant, tout en produisant des signaux acoustiques jusqu’à recevoir ceux émis par une femelle. La copulation se produit lorsque le mâle introduit son organe reproducteur à la base de l’ovipositeur (Fig. 2) (Resh & Cadré, 2003).

    La femelle fécondée pond, grâce à son ovipositeur, dans une saignée qu’elle a creusé dans l’écorce d’un arbre pour assurer leur protection avant leur migration vers le sol (Boulard, 1988).

    Le développement des larves

    Les œufs se laissent tomber de la branche par un fil de soie et éclosent au sol, c’est la première mue. La larve acquiert alors l’usage de leurs pattes pour s’enfouir dans le sol et un appareil buccal de type piqueur-suceur (Boulard, 1988). Pendant leur période souterraine, la larve aveugle creuse des galeries, se nourrit de la sève des racines et tiges souterraines, mue plusieurs fois pour acquérir progressivement les pièces génitales, les ailes et les organes sensoriels (visuels).

    Elles vivent sous terre entre 2 et 5 ans. Aveugles, elles se déplacent par chimiotropisme à la recherche de nourriture et creusent, grâce à des pattes antérieures fouisseuses, des galeries qu’elles façonnent en mouillant la terre de leur urine (Boulard, 1988).

    Après leur dernière mue, les larves se teintent de brun, leurs yeux se pigmentent et elles creusent des galeries en direction de la surface. Leur période d’émergence dépend de la température estivale (Agriculture et Agroalimentaire Canada, 2010). Une fois sortie, elles partent en quête d’un support où se fixer afin de se métamorphoser. (Boulard, 1988)

    Ainsi agrippée, tête vers le haut ou dos vers le sol, la cigale fend sa peau larvaire afin de s’en extraire. Une fois sortie, la cigale reste immobile pendant près de 3h avant de prendre leur envol, afin que son exosquelette se rigidifie et que ses ailes se déploient et sèchent (Boulard, 1988).

    Le cycle de développement de N. canicularis se réalise généralement sur une période de 2 à 5 ans mais peut atteindre 13 ans (Agriculture et Agroalimentaire Canada, 2010). Toutefois, ces insectes sont dits ‘annuels’ puisque des adultes émergent chaque année, dû à un chevauchement des générations (Cranshaw & Shetlar, 2017). A l’inverse, les cigales périodiques émergent toutes au même moment, et ont souvent des cycles de 13 ou 17 ans (Agriculture et Agroalimentaire Canada, 2010).

    Vidéo du cycle de développement d’une espèce de cigale périodique depuis l’émergence jusqu’à la reproduction.

    Figure 7. Schéma du cycle de biologique de N. canicularis (réalisé par A. Brocherieux)

    Mode de vie

    Alimentation

    Larves et adultes consomment la sève des plantes hôtes, au niveau des branches, de la tige et des racines qu’ils sélectionnent en fonction de caractéristiques visuelles et/ou chimiques. Piqueurs-suceurs, ils introduisent leur rostre dans les cellules du tissu de la plante hôte pour les vider de leur contenu. Phytophage généraliste, N. canicularis a une préférence pour les espèces appartenant principalement aux Pinacea (pins, épinettes…) et aux Pagacea (chênes, hêtres…) (Discover Life).

    Interactions avec d’autres organismes

    Lors de leur métamorphose, les cigales immobiles, sans défense, sont des proies pour les fourmis et les guêpes (Boulard, 1988).
    Durant leur cycle de développement, les cigales interagissent avec certaines espèces végétales en se nourrissant de leur sève.

    Importance économique et/ou écologique

    Lors de la ponte, les cigales endommagent les branches des plantes ayant été incisées. Si le nombre de cavité percées est trop importante, la croissance de l’arbre et la production de fruits peut alors être retardées l’année suivante (Agriculture et Agroalimentaire Canada, 2010).

    Bibliographie

    Agriculture et Agroalimentaire Canada (2010). Cigales. Repéré à l’URL : http://www.agr.gc.ca/fra/science-et-innovation/centres-de-recherche-et-collections/collection-nationale-canadienne-d-insectes-d-arachnides-et-de-nematodes-cnc/contenu-archive-cigales-1-de-46/?id=1229021431446

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    Boulard, M. (1988). Biologie et comportement des cigales de France. Insectes, 69, pp.7-13. Repéré à l’URL : https://www7.inra.fr/opie-insectes/pdf/i69boulard.pdf

    Cranshaw, W., & Shetlar, D. (2017). Garden Insects of North America: The Ultimate Guide to Backyard Bugs (2nd Edition). New Jersey : Princeton University Press. Repéré à l’URL : https://books.google.ca/books?id=4KYxDwAAQBAJ&pg=PA408&dq#v=onepage&q&f=false*

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    Johnson, N.F., & Triplehorn, C.A. (2004). Borror and DeLong’s Introduction to the Study of Insects (7th édition). Etats-Unis : Cengage Learning.

    Nowak, J. (2010). Clef d’identification : les classes d’Hexapodes et les ordres d’insectes. Repéré à l’URL : https://entomologic.jimdo.com/les-ordres-d-insectes/

    Resh, V. H., & Cardé, R. T. (2003). Encyclopedia of Insects. Londres: Elsevier. Repéré à l’URL : https://books.google.ca/books?id=Ip57QSMCRk4C&pg=PA66&dq#v=onepage&q&f=false

    Roth, M. (1980). Initiation à la morphologie, la systématique et la biologie des insectes (réimpression). France, Paris : O.R.S.T.O.M. Editeur. Repéré à l’URL : http://horizon.documentation.ird.fr/exl-doc/pleins_textes/pleins_textes_6/Idt/06761.pdf

    Sanborn, A.F., & Phillips, P.K. (2013). Biogeography of the Cicadas (Hemiptera: Cicadidae) of North America, North of Mexico. Diversity, 5, pp. 166-239. Repéré à l’URL : https://www.cicadamania.com/downloads/diversity-05-00166.pdf

  • Podisus placidus (Uhler 1870)

    Par Lauriane MORISSETTE et Laurie-Anne ROY

    Texte et figures (sauf si indiqué) CC BY-SA 2018, par les auteures.

    L’espèce Podisus placidus fut décrite pour la première fois par le libraire, géologue et entomologiste spécialiste des Hémiptères, Philip Reese Uhler (1835-1913) (Sterling et al. 1997). Ladite description parut pour la première fois dans le second volume du magazine illustré The American Entomologist and Botanist en 1870. Avec l’accord de Monsieur Uhler, les éditeurs du magazine, Charles V. Riley et George Vasey, ont publié sa description de Podisus placidus peu de temps avant que celui-ci ne la publie dans l’un de ses ouvrages.

    Localisation et distribution

    Ce spécimen (voir Figure 1.) a été récolté à l’aide d’un filet fauchoir le 6 septembre 2018 à la Station de Biologie des Laurentides sur le chemin du Lac Corriveau (voir Figure 2.).

    Figure 1. Podisus placidus identifié le 13 septembre 2018 par Lauriane Morissette et Laurie-Anne Roy. (Photo prise par Lauriane Morissette)

    Figure 2. Carte avec agrandissement de la Station de Biologie des Laurentides (SBL) et du Chemin du Lac Corriveau. L’agrandissement est de x1000. (Image prise à partir de Google Earth et de Google Camera; Google Data SIO NOAA, U.S. Navy NGA GEBCO Sandsat/Copernicus en date du 24 octobre 2018, modifiée par Laurie-Anne Roy)

    Podisus placidus fait partie de la plus grande famille parmi les Pentatomoidea en Amérique du Nord et est une espèce indigène du Canada et des États-Unis (McPherson 2018) (voir Figure 3.).

    Figure 3. Carte du Canada et des États-Unis avec les provinces et états où Podisus placidus a été observé. D’après Maw & al. (2000), cette espèce se retrouve de la Colombie-Britannique au Québec. Malgré le fait qu’elle ait été observée, le E.H. Strickland Entomological Museum de l’Université de l’Alberta insiste sur le fait qu’aucun spécimen n’a été récolté en Alberta. On la retrouve aussi au New Jersey (Smith 1909), en Arkansas (Tadic 1963), au Colorado (Gillette et Barker 1895), en Utah (Pack et Knowlton 1930), en Idaho (Harris et Shull 1944) et en Illinois (McPherson 1982). Sans doute elle se trouve aussi dans tous les états entre ceux-ci. (Graphisme par Laurie-Anne Roy)

    Classification

    Embranchement :                Arthropoda

    Sous-Embranchement :        Hexapoda

    Classe :                                              Insecta

    Ordre :                                        Hemiptera

    Super-Famille :              Pentatomoidea

    Famille :                             Pentatomidae

    Sous-Famille :                           Asopinae

    Genre :                                             Podisus

    Espèce :                        Podisus placidus

    Identification

    L’identification du spécimen s’est faite à partir de trois clefs d’identification (VanDyk 2006; Pilon 2008; Paiero et al. 2013). Les deux premières ont permis principalement l’identification du spécimen jusqu’à la famille et la dernière, quant à-elle, a permis de l’identifier jusqu’à l’espèce.

    Le spécimen en question appartient à l’ordre des Hemiptera. On compte 700 espèces d’Hemiptera au Québec. L’appartenance à cet ordre fut établie grâce à la présence d’un rostre (voir Figure 4.), c’est-à-dire, d’une pièce buccale de type piqueur-suceur, adapté au mode d’alimentation particulier des Hemiptera. Ce dernier est lui-même composé de plusieurs stylets servant à perforer et drainer le contenu d’une plante ou d’une proie, dans le cas de Podisus placidus.

    Figure 4. Vue ventrale de Podisus placidus. (Photo prise par Laurie-Anne Roy, modifiée par Lauriane Morissette)

    Cet insecte appartient plus précisément au sous-ordre des Heteroptera, communément appelé punaises, dont la particularité réside dans la pluralité de textures des ailes antérieures. Celles-ci sont à la fois cornées près de la base et membraneuses à l’extrémité, ce qui leur vaut le nom d’hémélytres (voir Figure 5.). Outre les ailes elles-mêmes, leur positionnement à plat sur le dos est également indicateur du sous-ordre Heteroptera. Les individus du sous-ordre Homoptera, les portent plutôt en angle, ce qui leur donne la forme d’un toit. Le point d’insertion du rostre (voir Figure 4.) varie aussi entre les sous-ordres et même à l’intérieur des sous-ordres dans le cas des Homoptera. Chez les Heteroptera comme Podisus placidus, le rostre est inséré sur le devant de la tête, comme il est possible de voir à la Figure 7. Au même titre, la présence évidente d’un scutellum (voir Figure 5.), une plaque située entre l’insertion des hémélytres, constitue une caractéristique supplémentaire menant à l’identification du sous-ordre Heteroptera, celle-ci étant absente chez les Homoptera.

    Figure 5. Vue dorsale de Podisus placidus. (Photo prise par Laurie-Anne Roy, modifiée par Lauriane Morissette)

    Pour établir l’appartenance du spécimen à l’une des 41 familles de punaises présentes au Québec, trois caractères clés ont été relevés. La forme triangulaire du scutellum (voir Figure 5.), l’absence d’épines apparentes sur les tibias (voir Figure 6.) et la division des tarses (voir Figure 6.) en 3 tarsomères, au lieu de deux comme chez les Acanthosomatidae (un proche parent), ont permis d’associer le spécimen à la famille des Pentatomidae.

    Figure 6. Vue dorsale de l’une des pattes de Podisus placidus. (Photo prise par Laurie-Anne Roy, modifiée par Lauriane Morissette)

    La famille des Pentatomidae est composée de trois sous-familles. Pour établir à quelle sous-famille le spécimen appartient, le scutellum (voir Figure 5.) de forme triangulaire a encore une fois été un caractère déterminant en permettant d’écarter la sous-famille des Podopinae. De la même façon, l’observation d’un rostre épais (voir Figure 4.), dont le premier segment (voir Figure 7.) est libre a permis d’écarter la sous-famille des Pentatominae, qui possèdent plutôt un rostre mince, dont le premier segment est incrusté en dessous de la tête. Cette dernière observation témoigne donc de l’appartenance du spécimen à la sous-famille des Asopinae.

    Figure 7. Vue latérale de la tête de Podisus placidus. (Photo prise par Laurie-Anne Roy, modifiée par Lauriane Morissette)

    L’appartenance du spécimen au genre Podisus a été déduite à la suite de l’observation de plusieurs caractères essentiels. Une fois de plus, la forme triangulaire du scutellum (voir Figure 5.) a été nécessaire à l’identification du genre. Cela a permis d’éliminer la dernière espèce ne possédant pas un scutellum triangulaire parmi la sous-famille des Asopinae, soit Stiretrus anchorago. Le spécimen ne présente pas de couleurs vives ni de motifs marqués. Il présente plutôt une coloration assez monochrome, dans des tons brun-orangé, ce qui a permis d’écarter le genre Perillus, dont les individus sont marqués de motifs aux couleurs contrastantes, ainsi que les espèces Rhacognathus americanus et Zicrona caerulea, qui sont respectivement brun foncé ou noir et bleue métallique. Le pronotum (voir Figure 5.) de l’espèce ne présente pas d’angle huméral ou humérus (voir Figure 5.) très pointu et noir, comme c’est le cas pour Picromerus bidens. Il a donc été possible d’écarter ce choix. Pour finir, l’observation chez cette dernière d’un tylus (voir Figure 8.) qui est de la même longueur que les jugums (voir Figure 8.) a permis son association au genre Podisus.

    Figure 8. Vue dorsale de la tête de Podisus placidus. (Photo prise par Laurie-Anne Roy, modifiée par Lauriane Morissette)

    L’identification du spécimen à l’espèce fut quant à elle assez simple, car parmi les 4 espèces de Podisus présentes au Québec, Podisus placidus est la seule qui ne possède pas de ligne sombre au centre de la membrane des ailes (voir Figure 5.). De plus, chez cette dernière, la marge antéro-latérale du pronotum (voir Figure 5.) est droite, ce qui constitue un second trait permettant de différencier Podisus placidus de ses confrères.

    Environnement

    Il s’agit d’un insecte qu’il est possible de retrouver dans plusieurs milieux, dont dans les vieux champs, les forêts de feuillus et les forêts de pruche (Evans 1983). Néanmoins, il a aussi été observé sur d’autres types d’arbres : le noisetier (Stoner 1920), le peuplier (Cranshaw 2007), le saule (McPherson 1982), le cèdre blanc (Stoner 1922 d’après McPherson 1982), le chêne (Olsen 1912), le merisier, la vigne sauvage (McPherson 1982), le pêcher (Furth 1974), l’érable negundo (Gillette et Baker 1895), le pin (Olsen 1912), l’espèce Lindera benzoin (McPherson et Mohlenbrock 1976), la verge d’or (Townsend 1981), le ceriser et le pommier (Evans 1983).

    Alimentation

    Il est important de noter que l’une des particularités de la Sous-famille des Asopinae, celle dont fait partie Podisus placidus, est qu’elle est composée d’espèces prédatrices (McPherson 2018). La majorité des autres espèces de Pentatomidae sont phytophages.

    L’alimentation de Podisus placidus est très variée. L’espèce peut se nourrir, entre autres, d’espèces du genre Malacosoma (Evans 1983), de Hypantrie cunea ou d’Orgyia leucostigma (Kirkland 1897). Donc, cette espèce se nourrit principalement d’insectes de l’ordre des Lepidoptera lorsqu’ils sont sous la forme de larves, c’est-à-dire, de chenilles. Pouvant partager son environnement avec des espèces ayant un régime alimentaire similaire au sien (par exemple, Podisus modestus ou Podisus serieventris), ceux-ci ont développé des méthodes de dispersion différentes afin d’éviter la compétition directe pour les ressources (Evans 1983).

     Cycle de vie

    N.B.: Cette section a été rédigée selon les observations d’Oetting et Yonke (1971). À toutes les fois où la source n’est pas précisée, cela signifie que l’information vient de leur article Immature stages and biology of Podisus placidus and Stiretrus fimbriatus (Hemiptera: Pentatomidae).

    L’ordre des Hemiptera est dit hémimétabole (Favret 2018). C’est-à-dire que les espèces de cet ordre ont un développement qui comprend trois phases principales: celle de l’oeuf, un ou plusieurs stades larvaires où la mue s’effectue ainsi que la phase adulte. Dans le cas de Podisus placidus, cette espèce a un total de cinq stades larvaires (voir Figure 9.).

    Figure 9. Cycle de vie de Podisus placidus avec notes des auteures. Les détails de cette figure seront discutés dans les sections dédiées aux différents stades. (D’après Oetting et Yonke (1971) et Cranshaw (2007), graphisme par Laurie-Anne Roy)

    Oeuf

    Les œufs de Podisus placidus sont pondues par la femelle sur le dos d’une feuille (McPherson 2018). Faisant près d’un millimètre, ils sont d’une teinte jaunâtre et verte jusqu’au quatrième jour où ils deviennent jaunes. Puis, ceux-ci prendront des teintes rougeâtres au cinquième jour. Ils sont organisés en agglomérat (voir Figure 10.) de 15 à 55 œufs environ à l’aide d’une sécrétion collante (McPherson 2018). Une caractéristique intéressante de la famille des Pentatomididae et qu’on ne retrouve pas chez toutes les familles de cet ordre est que la femelle demeure sur place jusqu’à son décès pour offrir des soins à ses œufs (McPherson 1982; McPherson 2018).

    Figure 10. Oeufs de Podisus placidus sur le dos d’une feuille de peuplier. (Photo prise par Whitney Cranshaw, 2007)

    Stade larvaire 1

    Grande de 1,30 à 1,62 mm, la larve a une forme ronde-ovale et sa segmentation quoi que présente est très peu défini en comparaison aux autres stades. Les antennes ont une longueur de 0,92 mm et quatre segments. Il est possible d’observer sept spiracles, sur les segments 2 à 8. Oetting et Yonke (1971) ont aussi observé que durant leur première journée, les larves se nourrissent des œufs qui ne sont pas encore éclos.

    Stade larvaire 2

    La taille de la larve est de 2,59 à 2,75 mm. Il est possible de voir une transition et il est plus facile d’observer la segmentation à partir de ce stade comme schématisé dans la Figure 8. Les antennes mesurent 1,42 mm.

    Oetting et Yonke (1971) remarque que dès lors, les larves se nourrissent de façon variée, n’ayant aucune préférence visible quant à leur proie, mais demeurant loin des chenilles poilues.

    Stade larvaire 3

    La taille de la larve est de 3,46 à 4,64 mm. Les antennes mesurent 2,12 mm. Un changement dans l’angle des coxas (voir Figure 4.) fait en sorte que les pattes sont plus proches du corps.

    Stade larvaire 4

    La taille est de 4,97 à 6,48 mm. Les antennes mesurent 2,99 mm. Ce stade est celui où débute l’apparition des hémélytres (McPherson 2018).

    Stade larvaire 5

    La taille est de 8,32 à 9,23 mm.  Le thorax et l’abdomen sont nettement plus allongés. Les antennes mesurent 4,32 mm. Les hémélytres se forment de plus en plus de chaque côté du scutellum (McPherson 2018). C’est le plus long des cinq stades larvaires.

    Le développement dure en moyenne 27,1 jours. Après chaque mue, les larves mangent pendant deux jours de façon intensive. Elles arrêtent complètement deux jours avant l’autre mue. Ce phénomène est aussi observable chez une autre espèce du même genre. Il s’agit de Podisus maculiventris (Mukerji and LeRoux 1965).

    Adulte

    Atteignant jusqu’à 11 mm (McPherson 1982), c’est seulement à ce stade que les hémélytres ont pris leur pleine expansion et qu’il y a présence d’ailes. Les couleurs ternes et brunâtres de l’espèce lui permettent de mieux se camoufler dans son environnement (McPherson 2018).

    Reproduction

    La reproduction a lieu au printemps, après que cette espèce se soit éveillée de la phase de dormance qui a lieu durant l’hiver (McPherson 2018). Il n’est pas totalement clair à savoir si cette espèce a une hibernation qui est obligatoire ou facultative. Néanmoins, l’espèce la plus proche phylogénétiquement parlant étudiée, Podisus maculiventris, a une dormance facultative (McPherson 2018).

    Il est important de noter que dans certaines régions, dû à la variation de la température et de la luminosité, cette espèce peut être multivoltine (McPherson et Mohlenbrok 1976). Ceci signifie qu’elle peut avoir plus d’une génération d’oeufs sur une période d’un an selon où elle se situe géographiquement (McPherson 2018).

    La première étape de reproduction sera effectuée par le mâle qui ira frotter ses antennes à divers endroits contre la femelle pour lui démontrer son intérêt. Il finira, toutefois, par se concentrer seulement sur l’extrémité de son abdomen. Si la femelle est intéressée, elle sous-lèvera le bout de son abdomen, néanmoins, si elle ne réagit pas, le mâle saura se montrer plus insistant en reproduisant la même chose, c’est-à-dire, en frottant et la poussant non pas avec ses antennes, mais bien avec sa tête. Si les tentatives du mâle demeurent infructueuses, la femelle lui donnera quelques coups de pattes ou se désintéressera complètement et reprendra son chemin.

    Cependant, si elle décide d’être réceptive et de soulever son abdomen ou de laisser le mâle le sous-lever avec sa tête, celui-ci fera un demi-tour droite, lèvera son propre abdomen et tentera d’insérer son édéage dans la femelle.

    Dans le cas où le mâle gagne sa conquête, les deux peuvent rester dans cette position pendant des heures et manger entre temps (voir Figure 12.). Si la femelle n’a rien à se mettre sous le labre, elle peut décider de se déplacer pour aller à la recherche de nourriture en trimbalant le mâle (McPherson 1982; McPherson 2018).

    Figure 12. Deux Podisus placidus en plein acte de reproduction. La femelle est identifiable par le fait qu’elle est plus grosse que le mâle (Evans 1983). (Photo prise par  Whitney Cranshaw (2007))

    Lutte biologique

    Les talents de prédateur de Podisus placidus ont tenté d’être utilisés afin de faire de la lutte biologique. La lutte biologique est effectuée en introduisant une espèce prédatrice dans un nouveau milieu afin qu’elle nuise à une espèce qui est elle-même nuisible ou envahissante. Tadic en 1963 a fait une étude afin d’évaluer la possibilité d’introduire Podisus placidus sur le territoire de l’ex-Yougoslavie afin de nuire à Hypantrie cunea.

    Prédateur prédaté

    Ce n’est pas parce que Podisus placidus est lui-même un prédateur redoutable qu’il n’est pas aussi une proie. Effectivement, deux espèces d’araignées, Epeira strix et Phidippus multiformis, sont des prédatrices de cette espèce (Kirkland 1897). 

    Bibliographie

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Collection Ouellet-Robert