Étiquette : Coleoptera

  • Bolitotherus cornutus (Panzer 1794)

    Par Philippe HÉNAULT et Alexandre HUOT

    Texte et figures (sauf si indiqué) CC BY-SA 2018, par les auteurs.

    Élytres bruns et bossus qui se fondent bien au travers du bois et de la terre, tendance à faire le mort lorsqu’il se sent menacé… On peut dire que le ténébrion cornu, ou Bolitotherus cornutus, sait se faire discret, et il est très facile de le confondre pour un simple caillou lorsqu’il ne désire pas être vu (comme on peut le voir dans les premières secondes de ce vidéo ). C’était d’ailleurs le cas de notre individu, qui n’était définitivement pas à la vue de tous, mais plutôt installé à l’intérieur même d’un bout de bois mort, sans doute en train d’y manger des champignons.

    Classification

    Ordre : Coleoptera

    Sous-ordre : Polyphaga

    Famille : Tenebrionidae

    Sous-famille : Bolitophaginae

    Tribu : Bolitophagini

    Genre : Bolitotherus

    Espèce : Bolitotherus cornutus (Panzer, 1794)

    Identification

    L’identification d’insectes peut s’avérer plutôt ardue, puisqu’il faut utiliser de nombreuses clés d’identifications et regarder des caractères qui sont parfois microscopiques. Heureusement pour nous, Bolitotherus cornutus a une apparence assez caractéristique qui est difficilement oubliée, et nous avions donc une bonne idée de l’espèce dont il s’agissait avant même de commencer l’identification. Malgré tout, nous nous sommes prêtés à l’exercice des clés d’identification afin de connaître les traits, hormis sa forme, qui nous permettait de bien reconnaître cette espèce.

    Figure 1: Vue dorsale de B. cornutus, E : Élytres

    Tout d’abord, l’ordre de l’insecte a facilement été établi par son apparence générale, la partie dure ressemblant à une carapace étant en fait ses élytres (figure 1), caractère propre aux coléoptères. Il a ensuite été possible de déterminer qu’il appartenait au sous-ordre des Polyphaga. La différence entre les Polyphaga et les Adephaga (l’autre grand sous-ordre de coléoptères) réside au niveau des coxas postérieurs et de ce que l’on appelle les sternites, les segments de l’abdomen. Chez les Adephaga, les coxas sont fusionnés aux premiers sternites et les divisent alors que chez les Polyphaga, les coxas sont plutôt situés sur l’épiméron et ne divisent pas le premier sternite (figure 2).

    Figure 2: Vue ventrale de B. cornutus, E: Épiméron; S: Premier sternite visible; C: Coxa; M: Membrane sur la marge des sternites 3 et 4

    La famille de l’insecte a ensuite été déterminée grâce à une clé d’identification (Choate, 2003) qui nous a menés à la famille des ténébrions (Tenebrionidae). Les traits distinctifs de la clé nous ayant permis d’éliminer les autres familles de Polyphaga sont les élytres couvrant l’abdomen, les tarsomères en formules 5-5-4 (figure 3) (trait qui aura également été utile pour l’identification à la famille, puisqu’il existe des sous-familles de Tenebrionidae qui ont une formule 4-4-4) et les cavités coxales antérieures fermées. Toutefois, les traits les plus importants et distinctifs des ténébrions sont les antennes insérées sous les yeux, de façon à ce que leur insertion ne soit pas visible lorsque l’on voit l’insecte de haut, ainsi que la crête qui sépare une partie des yeux en deux. (figure 4)

    Figure 3: Pattes postérieures et médianes de B. cornutus, T : Tibia; 4: 4 tarsomères sur la patte antérieure; 5: 5 tarsomères sur la patte médiane; G : griffe simple
    Figure 4: Tête de B. cornutus, C: Crête séparant l’oeil; I: Insertion de l’antenne sous la tête

    Les Tenebrionidae contiennent toutefois plusieurs sous-familles différentes, et il convient donc d’utiliser une nouvelle clé (Choate et al., 2005), plus spécifique, afin de pouvoir identifier notre espèce. Cette nouvelle clé nous a amenés à la sous-famille Bolitophaginae, dans la tribu des Bolitophagini. Les caractéristiques principales de ce groupe sont la présence de griffes simples (figure 4), le tibia des pattes antérieures qui n’est pas denté,  le dernier segment de l’antenne qui n’est pas significativement plus long que les autres (figure 5), la membrane visible sur la marge des troisième et quatrième sternites (figure 2) et les « joues » (genae) de l’insecte qui sont dentées (figure 3).

    Finalement, il ne reste qu’à faire la distinction entre deux espèces, Bolitotherus cornutus et Bolitotherus corticola. La différence se fait au niveau des antennomères (Choate et al., 2005). Ceux-ci nous ont permis d’identifier avec précision Bolitotherus Cornutus, puisque les antennes étaient composées de dix segments et que le troisième était allongé (figures 5 et 6). Malheureusement, les antennes de notre spécimen étaient tombées, mais il nous a tout de même été possible de compter les dix segments, même s’ils étaient séparés.

    Figure 5: Vue avant de B. cornutus, 3: Troisième antennomère allongé
    Figure 6: Antennomères tombés du spécimen de B. cornutus

    Biologie

    Comportement, alimentation et reproduction

    Le ténébrion cornu (Bolitotherus cornutus), vit toute sa vie sur ou près des champignons dit «polypores», qui poussent sur les arbres, ce qui lui donne son nom commun en anglais de «forked fungus beetle» (Liles, 1956). Il se nourrit de la chair du sporophore du champignon hôte tout au long de sa vie (Pace, 1967). Parmi ses hôtes réguliers se retrouvent notamment les champignons Ganodermas applanatum et Ganodermas tsugae, mais il se retrouve sur et se nourrit d’autres espèces de «polypores» (Heatwole, H. & Heatwole, A. , 1968). Il se déplace peu et reste près de l’arbre où poussent les champignons, le vol a cependant été observé en laboratoire (Teichert, 1999). Le Bolitotherus cornutus (Panzer) est nocturne, et peut se cacher dans l’arbre hôte du champignon durant le jour (Liles, 1956), ce qui explique l’emplacement de notre spécimen, qui a été trouvé enfoui dans un arbre mort de la Station de Biologie des Laurentides.

    Les combats entre mâles arrivent de façon fréquente. Les mâles peuvent être territoriaux et peuvent se battre pour une ressource commune (Pace, 1967). Cependant, les combats surviennent très souvent lors de l’accouplement et des rituels qui précèdent l’accouplement (Pace, 1967). Les adultes ont en effet un rituel pré-accouplement particulier dans lequel le mâle, placé sur le dos de la femelle, place sa tête vers l’abdomen de la femelle de façon à ce que son abdomen soit vis-à-vis le thorax de celle-ci. Il frotte alors son abdomen contre le thorax de la femelle, ce qui produit un son (Liles, 1956). Si la femelle est réceptive au rituel, le mâle peut ensuite s’accoupler avec elle. Durant le rituel, un autre mâle peut tenter de déloger le mâle en rituel à l’aide de ces paires de cornes. Le mâle qui s’agrippe à la femelle doit donc résister, et la force avec laquelle il tiendra la femelle sera un facteur , et est corrélée avec la taille des pattes et de la taille du mâle qui se défend (Benowitz & al., 2012). La taille des cornes est donc un caractère de sélection sexuelle, puisque celles-ci permettent de mieux déloger les mâles rivaux des femelles (Conner, 1988). Voici un vidéo d’un combat lors d’un rituel précédant un accouplement.

    Lorsqu’il se sent attaqué, le ténébrion cornu utilise la technique de beaucoup d’autres ténébrions, soit celle de faire le mort (Liles, 1956). Il peut également émettre une substance au goût et à l’odeur désagréable à partir de ces glandes abdominales (Pace, 1967).

    Cycle de vie

    Les oeufs sont pondus sur la surface du champignon hôte, souvent en 2 vagues distinctes, une au printemps et une au début de l’automne, dépendant du stade dans lequel émerge le coléoptère à la suite de son hivernation. Les larves et les adultes peuvent hiverner, en continuant le cycle de vie une fois que la température redevient plus clémente (Liles, 1956). Lorsque les oeufs sont pondus, ils sont enduits d’une substance foncée par la femelle, qui durcira par la suite. Cinq jours après l’éclosion des oeufs, qui se passe entre 11 et 26 jours après la ponte, la larve creuse des tunnels dans le champignon hôte et s’en nourrit, elle passe ensuite par 4 à 5 stades larvaires (Liles, 1956). La larve est blanche et segmentée, et a des protubérances sclérifiées en forme de cône sur les mandibules, qui ressortent vers l’avant de sa tête globulaire et plus foncé que le corps (Peterson, 1951). La nymphose se passe dans une chambre à l’intérieur du champignon, où la nymphe est plutôt active (Liles, 1956). Les nymphes mâles et femelles sont distinguables l’une de l’autre puisqu’elles portent les mêmes caractéristiques au niveau de la tête que les adultes, les cornes des mâles et les protubérances de la femelle au niveau de la tête sont donc visibles. Ce stade dure entre 5 et 22 jours. L’adulte émerge par la suite du champignon (Liles, 1956). Voici un vidéo de la nymphe très active du ténébrion cornu.

    Références

    Benowitz, K. M., Brodie III, E. D., & Vincent A. Formica. (2012). Morphological Correlates of a Combat Performance Trait in the Forked Fungus Beetle, Bolitherus cornutus. PLoS ONE, 7(8), e42738. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0042738

    Choate, P.M, Dunford, J.C., Thomas, M.C. (2005). The Darkling Beetles of Florida and Eastern United States. Visionné à l’adresse suivante : https://entnemdept.ifas.ufl.edu/teneb/identification.htm

    Choate, P. M. (2003). Introduction to the Identification of Beetles (Coleoptera). Visionné à l’adresse suivante : http://www.entnemdept.ufl.edu/choate/beetles1a.pdf

    Conner, J. (1988). Field Measurements of Natural and Sexual Selection in the Fungus Beetle, Bolitotherus cornutus. Evolution, 42(4), 736‑749. https://doi.org/10.1111/j.1558-5646.1988.tb02492.x

    Heatwole, H., & Heatwole, A. (1968). Movements, Host-Fungus Preferences, and Longevity of Bolitotherus cornutus (Coleoptera: Tenebrionidae). Annals of the Entomological Society of America, 61(1), 18‑23. https://doi.org/doi:10.1093/aesa/61.1.18

    Liles, M. P. (1956). A Study of the Life History of the Forked Fungus Beetle, Bolitotherus Cornutus (Panzer) (Coleoptera; Tenebrionidae). Ohio Journal of Science, 56(6), 329‑337. https://kb.osu.edu/bitstream/handle/1811/4397/1/V56N06_329.pdf

    Pace, A. E. (1967). Life History and Behavior of a Fungus Beetle Bolitotherus Cornutus (Tenebrionidae). Occasional Papers of the Museum of Zoology, (653), 1‑15. http://hdl.handle.net/2027.42/57089

    Peterson, A. (1957). Larvae of Insects, An Introduction to Nearctic Species Part II: Coleoptera, Diptera, Neuroptera, Siphonaptera, Mecoptera, Trichoptera (3rd éd.). Ann Harbor, Michigan: Edward Brothers Inc.

  • Creophilus maxillosus (Linnaeus 1758)

    Creophilus maxillosus (Linnaeus 1758)

    Par Alexanne LUPIEN et Lilian ANDRAUD

    Texte et figures (sauf si indiqué) CC BY-SA 2018, par les auteurs.

    Classification

    Classe (2, verticale), Ordre (4, verticale), Sous-ordre (3, verticale),
    Super-famille (5, horizontale), Famille (5, verticale), Genre (1, verticale),
    Espèce (6, horizontale).

    Les Coléoptères, jugés comme l’ordre le plus diversifié des insectes en nombre d’espèces connues, on en compte environ 350,000 à ce jour, sont dotés d’une carapace qui recouvre leur abdomen. Caractéristique de l’ordre, il s’agit  de leur paire d’ailes antérieures épaissies, modifiée en élytres. Cette armure coriace recouvre leur paire d’ailes postérieures toutes repliées ; ainsi lorsqu’ils s’apprêtent à s’élancer, ils ouvrent leurs élytres et déploient leurs ailes postérieures pour ensuite prendre leur envol.
    On trouve des coléoptères partout! Ils sont dispersés selon leurs types d’alimentation très diversifiés et leurs adaptations aux différents milieux. Parmi les plus commun, on retrouve entre autres les coccinelles, les hannetons, les scarabées et les charançons. Certains coléoptères ont la particularité d’avoir de courts élytres laissant paraître plus de la moitié de l’abdomen; c’est la cas des méloïdés et des staphylins, en outre : Creophilus maxillosus.

    Photo 1. Vue latérale du spécimen Creophilus maxillosus, photo prise par Lilian Andraud.

    Creophilus maxillosus se distingue par de nombreux caractères. En effet, le nombre de segments de l’abdomen est de 6 et les segments décroissent en partant du thorax.

    Schéma 1. Observation des 6 segments de l’abdomen de Creophilus maxillosus, créée par Lilian Andraud.

    De plus, fidèle à son nom commun  « hairy rove beetle », Creophilus maxillosus porte une importante pubescence sur tout son abdomen, plus particulièrement du poils de couleur jaune est présent, sauf exception, sur les deuxième et troisième segments de l’abdomen. La connexion directe entre le coxa et le pronotum,  et le fait que le coxa soit de même longueur que le fémur permettent aussi de différencier Creophilus maxillosus des autres coléoptères, en le positionnant dans la sous-famille des Staphylininae.

    Photo 2. Observation du pronotum et des poils de couleur jaune sur Creophilus maxillosus, photo prise par Lilian Andraud.

    D’autre part, parmi les espèces de coléoptères faisant parties de la sous-tribu Staphilininia, Creophilus maxillosus est facilement distinguable grâce à son pronotum caractéristique. En effet, ce dernier est en forme de demi-cercle relativement large au niveau de la tête. Il est lisse, brillant et du poils de couleur jaune clair ornent subtilement son contour. Creophilus maxillosus possède un cou bien défini et ses antennes insérées devant les yeux comportent 11 antennomères au total.

    Schéma 2. Observation des 11 antennomères de Creophilus maxillosus, créée par Lilian Andraud.

    Le Saviez-vous ? Ces coléoptères ont été utilisés pour réduire les populations de mouches nuisibles par la prédation et la compétition pour les ressources. Ainsi en tant qu’agent de lutte biologique, cela profite à l’industrie d’élevage en améliorant l’assainissement, et par conséquent, en contribuant aussi à réduire la propagation d’agents pathogènes transmis par les mouches (Pfeiffer et Axtell, 1980).

    Creophilus maxillosus, présent majoritairement dans l’hémisphère nord, est en outre l’une des espèces de coléoptères les plus grandes et les plus distinctes que l’on trouve en Amérique du Nord. Depuis peu, certains individus ont été observés jusqu’en Amérique du Sud, notamment au Pérou. En réalité, deux principales régions biogéographiques sont affectées par la présence de Creophilus maxillosus: la région Néarctique, c’est-à-dire principalement aux Etats-Unis allant jusqu’en Alaska et passant aussi par l’Ontario et le Québec; et la région Paléarctique, où l’Europe reste la principale demeure (Brunke et al., 2011; Smetana et Davies, 2000). Ces régions sont composées de différents habitats, c’est pourquoi cette espèce de Staphilinidea en affectionne plusieurs.

    Schéma 3. Carte de répartition de Creophilus maxillosus, créée par Lilian Andraud.

    Creophilus maxillosus est surtout retrouvé dans les terrains ouverts, les forêts, les zones côtières et de plus en plus sur les terrains résidentiels (Evans, 2014). Plus précisément, pour en observer il faut chercher sous les roches, dans les litières, sous l’écorce des arbres, dans les fruits et légumes pourris et spécialement dans les animaux morts et en décomposition.

    Le Saviez-vous ? Des infestations accidentelles de Creophilus maxillosus dans les ménages urbains ont fait d’eux des cibles occasionnelles pour la lutte parasitaire.

    Le cycle de vie de Creophilus maxillosus prend 37 jours pour s’accomplir et se divise en quatre stades: l’oeuf, la larve, la nymphe et l’adulte.

    Oeuf

    Ils sont généralement pondus sur les carcasses, pour leur permettre de se nourrir une fois au stade suivant. De couleur blanche et laiteuse, ils mesurent environ 2 à 3mm de long. L’éclosion prend habituellement 3 jours, dépendemment de la température ambiante (Kramer, 1955).

    Larve

    Comme la plupart des coléoptères, Creophilus maxillosus passe par trois stades larvaires qui durent environ 14 jours au total. La longueur du corps du premier stade est de 6 à 9mm, celle du deuxième stade est de 10 à 15mm et enfin celle du dernier stade larvaire est de 15 à 25mm (Fratczak et Matuszewski, 2014). Les larves sont de couleur brune à noire avec un corps cylindrique. De plus, comme la plupart des Staphylinidae, les larves sont prédatrices et mobiles, elles possèdent donc des pattes bien développées leur permettant de marcher pour chasser.

    Nymphe

    Ce stade dure 16 jours.

    Adulte

    La longueur de Creophilus maxillosus peut varier entre 12 et 23mm. À ce stade, il possède une forte paire de mandibules qu’il utilise pour se nourrir de larves. Bien qu’il soit aplati dorso-ventralement, son abdomen est très musclé et flexible, ce qui est utile pour adopter rapidement une position défensive, soit un repliement complet du corps en boule. Une femelle Creophilus maxillosus bien nourrie et en santé peut pondre jusqu’à huit oeufs par jour, c’est-à-dire jusqu’à 500 oeufs au cours de sa vie (Greene 1996).

    Pour ce qui est de l’aspect défensif, Creophilus maxillosus, au stade adulte, a deux sacs cuticulaires situés sous le septième segment abdominal. Ils leur permettent de sécréter un liquide chimique défensif pour faire face aux menaces. Ainsi lorsqu’il est dérangé, particulièrement par des fourmis ou par de grands prédateurs, Creophilus maxillosus sécrète un liquide toxique, qu’il dépose sur la menace en recourbant son abdomen (Jefson et al., 1983). Il utilise aussi parfois ses puissantes mandibules pour attaquer.

    Le Saviez-vous ? L’intérêt de Creophilus maxillosus pour la charogne a permis le développement d’une nouvelle méthode pour déterminer l’intervalle post-mortem. En évaluant le niveau de développement de Staphylinidae présents sur un cadavre, il est possible d’estimer le moment de la mort grâce aux connaissances en lien avec leur cycle de vie (Matuszewski, 2012).  Bien sûr, cette technique n’est pas totalement fiable, puisque de nombreux paramètres peuvent fausser les résultats, comme la température ou le taux d’humidité, qui influencent la présence ou non de l’insecte.

    Références :

    • Brunke A, Newton A, Klimaszewski J, Majka C, Marshall S. 2011. Staphylinidae of eastern Canada and adjacent United States. Key to subfamilies: Staphylininae: tribes and subtribes, and species of Staphylinina. Canadian Journal of Arthropod Identification 12. doi: 10.3752/cjai.2011.12
    • Evans AV. 2014. Beetles of Eastern North America. Princeton: Princeton University Press.
    • Frątczak K, Matuszewski S. 2014. Instar determination in forensically useful beetles Necrodes littoralis(Silphidae) and Creophilus maxillosus (Staphylinidae). Forensic Science International 241: 20-26. doi: 10.1016/j.forsciint.2014.04.026
    • Greene GL. 1996. Rearing techniques for Creophilus maxillosus (Coleoptera: Staphylinidae), a predator of fly larvae in cattle feedlots. Journal of Economic Entomology 89(4): 848-851. doi: 10.1093/jee/89.4.848
    • Jefson M, Meinwald J, Nowicki S, Hicks K, Eisner T. 1983. Chemical defense of a rove beetle (Creophilus maxillosus). Journal of Chemical Ecology 9: 159-180. doi: 10.1007/BF00987779
    • Kramer S. 1955. Notes and observations on the biology and rearing of Creophilus maxillosus L. (Coleoptera, Staphylinidae). Annals of the Entomological Society of America 48: 375-380. doi: 10.1093/aesa/48.5.375
    • Matuszewski S. 2012. Estimating the preappearance interval from temperature in Creophilus maxillosus L. (Coleoptera: Staphylinidae). Journal of Forensic Sciences 57: 136-145. doi: 10.1111/j.1556-4029.2011.01958.x
    • Pfeiffer DG, Axtell RC. 1980. Coleoptera of poultry manure in caged-layer houses in North Carolina. Environmental Entomology 9: 21-28. doi: 10.1093/ee/9.1.21
    • Smetana A, Davies A. 2000. Reclassification of the north temperate taxa associated with Staphylinus sensu lato, including comments on relevant subtribes of Staphylinini (Coleoptera: Staphylinidae). American Museum Novitates 3287: 1-88. lien: http://hdl.handle.net/2246/2981

  • Necrodes surinamensis (Fabricius 1775)

    – UN PARTISAN DE LA MORT –« Red-lined carrion beetle »


    Texte, photographies, illustrations et identification du spécimen par

    Muriel DESLAURIERS
    Emmanuelle PELLETIER

    Texte et figures (sauf si indiqué) CC BY-SA 2018, par les auteures.

    L’espèce, récoltée le 6 septembre 2018 à la Station de biologie des Laurentides de l’Université de Montréal, a été décrite pour la première fois, sous le genre Silpha, en 1775 par Johan Christian Fabricius, un entomologiste danois, dans son ouvrage « Systema entomologiae ». Necrodes surinamensis est un large coléoptère nécrophage de la famille des Silphidae. On le connaît sous le nom de « Red-Lined Carrion Beetle » ou plus rarement sous le nom de « Surinam Carrion Beetle ». Ce charognard mesure 2 cm de long en moyenne. Il est actif la nuit et parcourt tel un vagabond les carcasses d’animaux morts se nourrissant de la chair en décomposition et des asticots qui s’y trouvent. Les mâles et les femelles se reproduisent dans la crâne ou la cavité thoracique du cadavre (Shubeck, 1971). Les œufs sont ensuite déposés sur la surface du sol ou sur la carcasse de l’animal. Lorsque que la carcasse n’offre plus de ressources intéressantes, N. surinamensis vole à la recherche d’une nouvelle mort à proximité (Welton et Fleenor, 2003).

    Figure 1. «Systema entomologiae» de Johan Christian Fabricius

    IDENTIFICATION

    Cette espèce se retrouve dans l’ordre des Coleoptera – facilement identifiable grâce aux ailes antérieures durcies en élytres – et dans la famille des Silphidae.  Les antennes des Silphidae sont particulières par ses 4 segments à leurs extrémités plus larges que les autres et formant un « club » distinct. Les élytres de cette famille sont souvent noirs et oranges et le corps de l’insecte mesure plus de 12 mm, comme il est visible sur le spécimen.  Également, le scutellum est lisse et sans stries, les palpes des pièces buccales sont longs et évidents et plus de quatres segments sont visibles sur l’abdomen. Finalement, trois terga sont exposés sous les élytres et la tête est dépourvue d’ocelles (voir clé d’identification des Coleoptera). L’espèce elle-même est identifiable grâce à son pronotum complètement noir et glabre – tout comme sa tête – et ses élytres non-tronqués (Figures 2,3,4) (Majka, 2011).

    Figure 2. Illustration des éléments clés permettant l’identification de l’espèce
    Figure 3. Vue ventrale de Necrodes surinamensis et un caractère permettant l’identification de la famille des Silphidae
    Figure 4. Photographie de la vue dorsale de Necrodes surinamensis et certaines caractéristiques permettant l’identification de l’espèce
    Figure 5. Photographie de Necrodes surinamensis et d’autres caractéristiques permettant l’identification de l’espèce

    CLASSIFICATION

    Embranchement Arthropoda
    Sous-embranchement Hexapoda
    Classe Insecta
    Ordre Coleoptera
    Sous-Ordre Polyphaga
    Infra-Ordre Staphyliniformia
    Super-Famille Staphylinoidea
    Famille Silphidae
    Sous-Famille Silphinae
    Genre Necrodes
    Espèce Necrodes surinamensis (Fabricius, 1775)

                                OÙ TROUVER CETTE ESPÈCE?

    La distribution de N. surinamensis est relativement vaste. Le coléoptère se retrouve un peu partout en Amérique du Nord. Cette espèce est indigène des zones tempérées. Elle se trouve principalement dans les provinces du Canada et dans les régions nord et est des États-Unis (Figure 6). Il n’est toutefois pas impossible de la trouver dans les zones tropicales soit possiblement au Mexique et rarement dans le nord de l’Amérique du Sud. Ce sera plutôt des espèces endémiques pour ce type de région. Leur absence en climat tropical pourrait être expliquée par l’occupation de leur niche écologique par d’autres charognards retrouvés dans ces régions. Également, N. surinamensis est une espèce se nourrissant des asticots sur les carcasses d’animaux – le plus souvent des mammifères – et parfois des carcasses elles-mêmes et d’excréments. Dans un climat trop chaud, les animaux morts ne subsistent pas assez longtemps pour compléter le développement du coléoptère. Les carcasses sont soit consommées par les vautours, les fourmis et les mouches, ou réduites par dessiccation par le soleil en quelques heures. Son habitat reste très varié considérant sa distribution assez large allant des température de -20 °C en hiver jusqu’au climat chaud et humide de l’Amérique de Sud (Ratcliff, 1972). Il reste plusieurs incertitudes concernant sa distribution étendue en raison des efforts d’échantillonnages limités en régions tropicales.

    Figure 6. Distribution (probable) nord américaine de Necrodes surinamensis (manque de données sur sa répartition)

    DE L’OEUF À L’ADULTE

    Insecte nécrophage, N. surinamensis possède un odorat très performant avec lequel il peut détecter un cadavre fraîchement mort à des kilomètres et ce, grâce à de puissants chimiorécepteurs présents dans les antennes. De ce fait, il complète son cycle de vie sur la carcasse ou juste aux côtés de celle-ci. Ce substrat, utilisé pour son alimentation, est aussi exploité pour des fins de reproduction (Mougeat, 2012). La reproduction entre un mâle et une femelle N. surinamensis a lieu à proximité ou sur une carcasse. Cette espèce se reproduit à de multiples occasions, lorsqu’elle entre en contact avec le sexe opposé.  Comme il n’y a généralement pas de dimorphisme sexuel, le sexe doit être confirmé au contact physique de l’individu. Une fois la copulation effectuée et les oeufs développés dans la femelle, celle-ci les déposent un à un sur la carcasse ou sur le sol à ses côtés. Comme la ponte perdure sur quelques jours, les larves d’insectes retrouvés sur la même carcasse sont donc à des phases différentes de leur développement. Les oeufs prennent avec le temps la couleur du sol sur lequel ils se retrouvent, leurs conférant une rigidité et les protégeant jusqu’à un certain point des prédateurs. En général, les oeufs éclosent après deux à quatre jours et les larves cherchent immédiatement à se nourrir. La première mue s’effectue ensuite après un à plusieurs jours, dépendemment des conditions climatiques.  Il s’en suit ensuite deux autres mues, puis la larve de quatrième stade s’éloigne de la carcasse pour commencer la nymphose en passant par un stade de pupe de pharate, sous le sol ou des débris, pour 12 à 17 jours. L’adulte y émerge ensuite et retourne à la carcasse animale, pour vivre de quelques jours jusqu’à quelques semaines (Figure 7). Les conditions climatiques et la vitesse d’altération du cadavre restent des facteurs limitant au développement larvaire (Ratcliff, 1972).

    Figure 7. Représentation visuelle du cycle de vie de Necrodes surinamensis

    NECRODES SURINAMENSIS,  EN DANGER?

    Les larves de N. surinamensis sont les proies de quelques prédateurs agiles, qui les attrapent sur les carcasses sur lesquelles ils vivent.  Lors de la mue de la larve, celle-ci est particulièrement vulnérable et devient une source de nourriture facile pour d’autres espèces de coléoptères dans les familles des Staphylinidae, Histeridae et Silphidae (la même famille que N. surinamensis!).  Quant aux oeufs et aux nymphes de l’espèce, ils peuvent servir de repas pour entre autres des coléoptères, des acariens et même des fourmis. Pour l’adulte, les prédateurs principaux sont les amphibiens, reptiles et petits mammifères insectivores (Ratcliff, 1972).

    UN COLÉOPTÈRE QUI SAIT SE DÉFENDRE

    Lorsqu’un N. surinamensis adulte se sent en danger, son moyen de défense principal consiste à éjecter un liquide brun par son anus sous le principe d’un vaporisateur (Roach, Eisner et Meinwald, 1990), une caractéristique unique à l’espèce. En effet, une seule glande produit une substance composée d’acides aliphatiques et d’alcools terpéniques qui repousse, grâce à son odeur désagréable, les prédateurs à la chasse. Le bout de l’abdomen de ce Silphidae peut faire une rotation dans toutes les directions permettant au liquide de toujours atteindre le sujet mettant sa vie en danger.  L’étude de Eisner et al. (1985) décrit les effets des produits présents dans le liquide éjecté. L’article propose que des substances nommés « necrodols α et β », un type de monoterpène, soit en partie responsable de l’effet répulsif et irritant de la sécrétion, en plus, entre autres, d’acide octanoïque (Eisner, Deyrup, Jacobs, et Meinwald, 1985). Chez la larve, ce liquide ne peut pas être éjecté avec force, laissant comme seul moyen de défense de se tordre frénétiquement. L’adulte N. surinamensis est également connu pour son déplacement à la course assez rapide lorsqu’elle choisit de fuire plutôt que de se battre (voir démonstration de la course de N. surinamensis). Le coléoptère choisit plus souvent ce moyen de transport plutôt que le vol en situation dangereuse (Ratcliff, 1972).

    DES INSECTES MACABRES!

    Malgré toutes les éventualités dans la vie d’une espèce animale, celle-ci y trouve inévitablement la mort. Moment funèbre pour certains, cette mort apporte pourtant une vraie étendue de vie, une continuité sans précédent. Une carcasse deviendra rapidement l’hôte d’une multitude d’organismes dont les insectes nécrophages. Un écosystème sans pareil qui héberge majoritairement des diptères et des coléoptères. Ces derniers colonisent de manière successive la carcasse selon les odeurs particulières et spécifiques dégagées au cours de la détérioration du corps (Masselin, 1995). Ainsi, les insectes se succèderont en vague depuis la mort jusqu’à la dessiccation complète du corps. Comme les Necrodes surinamensis sont friands d’asticots (larves de diptères), on les retrouve sur des carcasses d’animaux incluant les corps humains en décomposition (voir vidéo de l’espèce sur une carcasse de cochon). Plusieurs insectes opportunistes se retrouvent donc sur les scènes de crime, pour profiter de la chair de la carcasse ou de la quantité phénoménale de larves. Cette tendance est utilisée dans un domaine de la criminologie: l’entomologie forensique (pour plus amples informations, veuillez consulter le vidéo ci-dessous). La présence des insectes est utilisée pour déterminer, entre autres, l’heure de la mort, la cause de la mort et le déplacement du corps (Joseph, Mathew, Sathyan et Vargheese, 2011). Moins étudié en entomologie forensique que les diptères, les coléoptères font partie intégrante de l’écosystème du cadavre. Le potentiel des Silphinae en entomologie forensique provient de leur préférence pour des carcasses de grande taille. Les Silpha interviennent au stade de la fermentation ammoniacale soit la liquéfaction noirâtre des tissus. Ils prennent donc domicile chez le cadavre 4 à 8 mois après la mort de l’individu (Masselin, 1995).

    Références

    Barrentine, C.  (11 juillet 2009). Red-lined burying Beetle (Silphidae: Necrodes surinamensis?) Running [Vidéo en ligne].  Repéré à https://www.youtube.com/watch?v=SPsWTQFdoJI

    Beirne, S.M. (2012). Distribution of Carrion Beetles (Coleoptera : Silphidae) in Different Geographic Regions of Virginia (Thèse de mémoire, Virginia Polytechnic Institute and State University, Blacksburg). Repéré à https://vtechworks.lib.vt.edu/bitstream/…/Beirne_SM_T_2013.pdf?

    Eisner, T., Deyrup, M., Jacobs, R., & J. Meinwald. (1986). Necrodols: Anti-insectan terpenes from defensive secretion of carrion beetle (Necrodes surinamensis). Journal of Chemical Ecology, 12(6), 1407‑1415. Repéré à https://doi.org/10.1007/BF01012360

    ForensicEnto.  (14 mars 2013).  Forensic Entomology – death feeding insects [Vidéo en ligne].  Repéré à https://www.youtube.com/watch?v=PSOCbJXWhK8

    Joseph, I., Mathew, D. G., Sathyan, P., & G. Vargheese. (2011). The use of insects in forensic investigations: An overview on the scope of forensic entomology. Journal of forensic dental sciences, 3(2), 89-91.  Repéré à https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC3296382/

    Majka, C.G. (2011). The Silphidae (Coleoptera) of the Maritime Provinces of Canada. Journal of the Academy of the Entomological Society, 7, 83-101. Repéré à https://scholar.google.com/scholar_lookup?hl=en&publication_year=2011&pages=83-101&author=C.G.+Majka&title=The+Silphidae+%28Coleoptera%29+of+the+Maritime+Provinces+of+Canada

    Masselin, P. (1995). Entomologie et médecine légale. Insectes, 97, 7-10. Repéré à https://www7.inra.fr/opie-insectes/pdf/i97masselin.pdf

    Mougeat, K. (2012). L’entomologie forensique (Thèse de doctorat, Université de Nantes, France). Repéré à archive.bu.univ-nantes.fr/pollux/fichiers/…/dba65e7f-5cb8-4285-bedc-c24b395f074f

    National Geographic. (30 octobre 2014).  The bugs that decompose our bodies and help solve CSI secrets [Vidéo en ligne].  Repéré à https://www.youtube.com/watch?v=vwj-fvoLJ3M

    Ratcliffe, B. (1972). The Natural History of Necrodes Surinamensis (Fabr.) (Coleoptera: Silphidae). Transactions of the American Entomological Society (1890-), 98(4), 359-410. Repéré à http://www.jstor.org/stable/25078118

    Roach, B., Eisner, T. & J. Meinwald. (1990). Defense Mechanisms of Arthropods. 83. a- and b-Necrodol, Novel Terpenes from a Carrion Beetle (Necrodes surinamensis, Silphidae, Coleoptera). Journal of Organic Chemistry, 55, 4047-4051.

    Scudder, G.G.E. & R.A. Cannings. (2005). Key to Families of Coleoptera. The University of British Columbia (UBC), Departement of Zoology. Repéré à http://www.zoology.ubc.ca/bcbeetles/Text%20files/coleoptera%20keys.htm

    Shubeck, P.P. (1971). Diel Periodicities of Certain Carrion Beetles (Coleoptera: Silphidae). The Coleopterists Bulletin, 25(2), 41-46. Repéré à http://www.jstor.org/stable/3999555

    Watson, E. J. & C. E. Carlton. (2005). Succession of Forensically Significant Carrion Beetle Larvae on Large Carcasses (Coleoptera : Silphidae). Southeastern Naturalist, 4(2), 335-346. Repéré à http://www.bioone.org/doi/abs/10.1656/1528-7092%282005%29004%5B0335%3ASOFSCB%5D2.0.CO%3B2

    Welton Taber, S. & S.B. Fleenor. (2003). Insects of the Texas Lost Pines. (1e éd.) College Station : Texas AE-M University Press.

  • Calligrapha philadelphica (Linnaeus 1758)

    Par Catherine ROCQUE et Victoria THELAMON

    Texte et images ©2017 CC BY-SA 4.0, les auteurs

    Figure 1. Calligrapha philadelphica récolté dans une Sarracenia, le 7 septembre 2017, à la Station de biologie des Laurentides, près du Lac Geai.

    CLASSIFICATION 

    Ordre Coleoptera
    Sous-ordre Polyphaga
    Infra-ordre Cucujiformia
    Super-Famille Chrysomeloidea
    Famille Chrysomelidae
    Sous-Famille Chrysomelinae
    Tribu Chrysomelini
    Sous-Tribu Doryphorina
    Genre Calligrapha
    Espèce Calligrapha philadelphica

    INFORMATIONS SUR LA FAMILLE

    Calligrapha philadelphica ou le Calligraphe ligné du cornouiller a été décrit par Linnaeus en 1758. Ce petit coléoptère fait partie de la grande famille des Chrysomelidae ou « Leaf beetles » qui compte plus de 35 000 espèces à travers le monde (Jolivet, 1988) et pourrait compter jusqu’à 60 000 espèces selon des estimations plus récentes (Reid, 1995) (Arnett, 2002). De ces nombreuses espèces, 14 sous-familles en sont les représentantes. Les chrysomèles sont herbivores et ont très souvent une plante hôte propre à l’espèce pour l’alimentation et la reproduction. Étant donné leurs modes d’alimentation phytophages, ils sont donc nuisibles pour les plantes dont ils se nourrissent. Les Chrysomelidae montrent une réduction ou perte totale de certaines structures en comparaison avec les autres familles. Par exemple, les structures buccales sont plus réduites car les premiers chrysomèles consommait du pollen, la transition de pollinivore (se nourrit de pollen) à phyllophage (se nourrit de feuilles) nécessite une complexité moindre (voir figure 2). Par ailleurs, plusieurs chrysomèles ont moins de veinures sur les ailes, l’hypothèse est que l’ancêtre aurait une taille beaucoup plus réduite (Reid, 1995).

    Figure 2. Pièces buccales réduites du Calligrapha philadelphica

    IDENTIFICATION et MORPHOLOGIE

    Le genre Calligrapha est facilement identifiable grâce aux motifs caractéristiques sur les élytres (Zurita et al., 2004). Le patron générale des motifs, la couleur des élytres et du pronotum sont différents selon l’espèce. Les espèces C. vivina, C. suturella, ou C. multipunctata ressemble beaucoup à C. philadelphica sauf pour quelques détails.

    Calligrapha philadelphica a une petite taille de 7 à 9 millimètres. Ils ont un pronotum entièrement noir et des pattes dotées de deux griffes bien définies (Majka, s.d.)(Arnett, 2002). Cette espèce ne présente aucune différence entre les mâles et les femelles, c’est-à-dire qu’il n’y a aucun dimorphisme sexuel.

    Bien sûr, si on trouve le spécimen sur sa plante hôte (ici le cornouiller), cela aide à l’identification de l’espèce. Cependant, nous avons trouvé notre spécimen dans une Sarracenia (plante carnivore) dans la tourbière du Lac Geai. Nous avons donc identifier notre espèce grâce à une clef d’identification des calligraphes de l’est du Canada (14 espèces sur 38 en Amérique du Nord) (Majka, s.d.).

    Les motifs noirs des élytres varient aussi entre individus et entre localités, c’est-à-dire qu’il y a beaucoup de variation intra- et inter-populations. Quand nous avons voulu confirmer l’identification de notre spécimen, nous l’avons comparé aux spécimens de la collection Ouellet-Robert, dont les motifs étaient légèrement différents prouvant la grande variation génétique.

    C’est surtout la taille et l’épaisseur des motifs qui varient beaucoup, le calus huméral est plus fin que ceux des spécimen de la collection (Zurita et al., 2004). De plus, si on regarde le calus huméral, il peut parfois être fusionné avec la lunule humérale (en forme de lune) (Brown, 1945). Sur notre spécimen, on retrouve les deux formes. En effet, ils sont fusionnés sur l’élytre gauche et séparé sur l’élytre gauche. La ligne parallèle à la suture des élytres varie aussi en longueur. Le point enfermé par la lunule peut être divisé en 2 points, ce qui est le cas chez notre spécimen (voir figure 3).

    Figure 3. Caractéristiques principales sur les élytres du Calligrapha philadelphica 

    Afin de s’assurer de l’identification de l’espèce, il faut vérifier s’il y a des plantes du genre Cornus à l’endroit où nous l’avons trouvé. L’étude de Racine, en 2013, démontre qu’il y a présence de Cornus canadensis autour du lac Geai de la station de biologie des Laurentides.

    BIOLOGIE

    Les différentes espèces de calligraphes restreignent leur alimentation à quelques espèces de plantes (uniquement des dicotylédones). Calligrapha philadelphica est associé au genre Cornus, d’où son nom: calligraphe ligné du cornouiller. Le cornouiller est la plante hôte de cette espèce qui va donc passer la grande majorité de sa vie sur cette plante (alimentation, reproduction, développement des larves) (Robertson, 1966).

    Figure 4. Cycle de vie de Calligrapha philadelphica. Dessin par Victoria Thelamon.

    Dans l’Est du Canada, toutes les espèces de calligraphes semble avoir le même cycle de vie (voir figure 4). Les adultes hibernent et réapparaissent sur leur plante hôte dès le mois de Mai. La ponte débute vers la mi-Mai jusqu’au mois de juin. Les œufs sont jaune pâle, rose ou corail, déposés individuellement ou en amas, pouvant atteindre un total de 32 oeufs, sur les feuilles de la plante hôte (Robertson, 1966)(Brown, 1945). Les larves émergent et se nourrissent jusqu’à atteindre le dernier stade larvaire. Elles s’enfouissent ensuite dans le sol pour la pupation qui dure en moyenne 8 jours. Lorsque l’adulte émerge il est jaune pâle sans aucun motif sur ses élytres. Les couleurs apparaîtront peu à peu, devenant de plus en plus foncées et nettes avec le temps. Les premiers adultes de la nouvelle génération émergent de fin juillet jusqu’au mois de Septembre, ils chercheront ensuite un lieu pour l’hibernation. Une seule génération est produite par année (Brown, 1945).

    Le cycle de vie du genre Calligrapha est très bien illustré dans cette vidéo.

    Les populations de calligraphes sont souvent des colonies isolées, restreintes à la distribution de leur plante hôte. Les groupes peuvent être petits ou grand, et il peut éventuellement avoir des échanges (migration) entre les populations. Ainsi, il y a une grande variabilité entre les populations. Certaines espèces de Calligraphes ont même développé la parthénogenèse (C. philadelphica n’est pas concerné) (Brown, 1945).

    DISTRIBUTION

    Figure 5.  Aire de répartition de Calligrapha philadelphica. Carte réalisée par Victoria Thelamon.

    La biogéographie du Calligraphe ligné du cornouiller, dans la zone Néarctique dont il est endémique, suit presque identiquement la distribution de sa plante hôte (Cornus). Il préfère les boisés et les lisières qui longent les forêts des régions tempérées où se trouve le Cornus. Les individus ne s’aventurent jamais très loin de leur plante hôte. Au Canada, ses habitats de prédilection se retrouvent surtout dans les provinces de l’Est, mais on les retrouve également jusqu’en Colombie Britannique (voir figure 5). Aux États-Unis, on observe la même tendance soit que le Calligraphe ligné du cornouiller se retrouve majoritairement dans les états de la côte Est (du Maine jusqu’à la Géorgie), mais aussi dans quelques états de l’ouest comme Washington, l’Idaho et le Montana (Gómez-Zurita, 2005).

    RÉFÉRENCES

    Arnett, R. H., Thomas, M. C., Skelley, P. E., & Frank, J. H. (Eds.). (2002). American Beetles, Volume II: Polyphaga: Scarabaeoidea through Curculionoidea (Vol. 2). CRC press.

    Brown, W. J. (1945). Food-plants and distribution of the species of Calligrapha in Canada, with descriptions of new species (Coleoptera, Chrysomelidae). The Canadian Entomologist, 77(7), 117-133.

    Gómez-Zurita, J., Vogler, A. P., & Funk, D. J. (2004). Diagnosing an overlooked North American taxon: Biological observations and mitochondrial insights on Calligrapha suturella Schaeffer, new status (Coleoptera, Chrysomelidae). Annals of the Entomological Society of America, 97(1), 28-36.

    Gómez-Zurita, J. (2005). New Distribution Records and Biogeography of Calligrapha Species (Leaf Beetles), in North America (Coleoptera: Chrysomelidae, Chrysomelinae). The Canadian Field-Naturalist, 119(1), 88-100.

    Jolivet, P., Petitpierre, E., Hsiao, T.H. (1988). Biology of Chrysomelidae (vol 42). Kluwer Academic Publishers.

    Majka, Christopher. (s.d.) Electronic Resources on Coleoptera, Atlantic Canada Coleoptera, Calligrapha Chevrolat. Empty Mirrors Press.

    Racine, G. (2013) Caractérisation de la tourbière du lac Geai Station de biologie des Laurentides. Dans le cadre du cours GEO3010.

    Reid, C. A. M. (1995). A cladistic analysis of subfamilial relationships in the Chrysomelidae sensu lato (Chrysomeloidea). Biology, phylogeny and classification of Coleoptera: papers celebrating the 80th birthday of Roy A. Crowson, 2, 559-631.

    Robertson, J. G. (1966). The chromosomes of bisexual and parthenogenetic species of Calligrapha (Coleoptera: Chrysomelidae) with notes on sex ratio, abundance and egg number. Canadian Journal of Genetics and Cytology, 8(4), 695-732.

  • Platydracus violaceus (Gravenhorst 1802)  

    Platydracus violaceus (Gravenhorst 1802)  

    Virginie JUTEAU et Dominique MARULLO-MASSON

    Texte et photographies © 2017 CC BY-SA 4.0, les auteurs

    Figure 1. Vue dorsale du stade adulte de l’espèce Platydracus violaceus

    Spécimen attrapé à la Station de Biologie des Laurentides en date du 7 septembre 2017. Le spécimen, prélevé de jour en milieu humide, reposait inactif sous une souche d’arbre en décomposition. Lors de son échantillonnage à la main, le spécimen exposait un comportement dissuasif en vibrant et en remuant l’abdomen comme pour piquer.  

    Classification

    Selon la clé de l’article Staphylinidae of Eastern Canada and Adjacent United States (Brunke et al. 2011)

    Classe : Insecta
    Ordre : Coleoptera (Linnaeus, 1758)
    Sous-ordre : Polyphaga  (Emery 1886)
    Infra-ordre: Staphyliniformia (Lameere 1900)
    Super-famille : Staphylinoidea (Latreille 1802)
    Famille : Staphylinidae (Latreille 1802)
    Sous-famille : Staphylininae (Latreille 1802)
    Tribu : Staphylinini (Latreille 1802)
    Sous-tribu : Staphylinina (Latreille 1802)
    Genre : Platydracus  (Thomson 1858)
    Espèce : Platydracus violaceus (Gravenhorst 1802)

    L’ordre des coléoptères, représentant 40 % de toutes les espèces d’arthropodes décrites et dont le nombre d’espèces existant est estimé à 1,5 million, regroupe de nombreuses familles, dont celle des Staphylinidae (Stork et al., 2015). Comptant parmi plus de 55 440 espèces décrites et regroupées dans plus de 3200 genres, la famille des  Staphylinidae constitue l’une des plus grandes familles de coléoptères (Grebennikov et al., 2009). Alors que l’histoire fossile de ce groupe remonte à quelque 200 millions d’années, ce sont, à ce jour, près de 400 nouvelles espèces qui sont encore mondialement répertoriées par an. En Amérique du Nord, la famille des Staphylinidae, regroupant près de 4100 espèces à travers 523 genres, forme la plus grande famille de coléoptère présente en ces territoires (Arnett et al., 2001).

    Biologie de l’insecte

    Morphologie générale de la famille des Staphylinidae

    La famille des Staphylinidae se distingue facilement des autres familles de coléoptères par leur corps allongé, linéaire et souple ainsi qu’à leurs élytres, très raccourcis, laissant à découvert la plus grande partie de l’abdomen : de 3 à 6 segments abdominaux sont laissés à découvert. Sous ces élytres se trouvent des ailes bien développées conférant à cette famille une bonne capacité de vol (Chagnon et al., 1962). Bien que la famille soit confondue avec l’ordre des dermaptères, les Staphylinidae ne portent pas de pinces à la pointe de leur abdomen et possèdent des antennes de 11 segments ou moins  (Klimaszewski et al. 1996).  Leurs petits corps, mince et étroit, ainsi que leur abdomen, flexible, permet aux Staphylinidae de coloniser des habitats telle la litière, inaccessible à des organismes plus robustes et moins flexibles. Bien que certaines espèces possèdent des couleurs vives aux reflets métalliques, la majorité des Staphylinidae, dont la taille varie entre 0,7 mm et 25 mm, présentent des couleurs plutôt sombres (marron et noir) se fondant à celles de la canopée (White 1983). La plupart des espèces, lorsqu’inquiétées, adoptent un comportement dissuasif en relevant et remuant leur abdomen comme pour piquer : ces espèces sont pourtant inoffensives, bien que certains sous-groupes de la famille possèdent des glandes abdominales et des produits chimiques défensifs (Cline 2011).

    Écologie

    Aussi appelés « Rove Beetles« , les Staphylinidae sont parmi les coléoptères les plus performants quant à leur capacité à coloniser une grande variété d’habitats. Quoique pauvrement représentés en milieux aquatiques, ceux-ci sont communs dans tous les biomes. Alors que certaines espèces se retrouvent en milieux forestier, d’autres encore habitent les forêts tropicales, la toundra arctique ainsi que les régions alpines et les habitats océaniques intertidal et sublittoral tels les tourbières, les marais et divers autres milieux humides (Campbell et al. 1991). Or, c’est environ la moitié de toutes les espèces de Staphylinidae qui vivent en milieux forestiers. Celles-ci possèdent un large éventail d’habitats allant du long des rivages à la litière du sol,  du dessous de l’écorce des arbres aux matières stercoraires et des cadavres. D’autres encore se retrouvent sur  les champignons et les fleurs ; certaines espèces, myrmécophiles ou termitophiles, vont même jusqu’à habiter les fourmilières et les termitières de fourmis et de termites. Le cycle de vie de ces espèces, dont la plupart surviennent dans le sol, fait de cette famille l’une des plus importantes de la pédofaune (Newton et al. 1990). La plupart des espèces contenues dans la famille des Staphylinidae évitent tous contacts directs avec la lumière et sont généralement nocturnes, ce mode de vie offrant une protection plus grande contre la prédation et la dessiccation (Klimaszewski et al. 1996).

    Ils sont d’agiles prédateurs généralistes se nourrissant d’une grande variété d’arthropodes et d’invertébrés terrestres. Certaines espèces sont cependant spécialisées pour s’attaquer spécifiquement à certains groupes d’insecte. D’autres encore sont saprophages et ont pour ressources alimentaires diverses matières en décomposition ; algues, pollen et inflorescences florales. D’autre encore sont phytophages et se nourrissent d’organismes vivants, tels les champignons, desquels ils se nourrissent des hyphes et des spores (Cline 2011).

    Figure 2.Vue dorsale des setae, poils qui ont pour fonction de faciliter le déplacement de l’espèce grâce à une meilleure adhérence au substrat.

    Où retrouve-t-on l’espèce Platydracus violaceus ? 

    Platydracus violaceus est une espèce habitant les milieux forestiers. Elles habitent autant les milieux humides qu’offre la canopée et la litière, autant ceux offerts par le dessous de l’écorce de feuillus morts, tels les chênes, les marronniers et les érables. Quoiqu’il soit aussi possible de les retrouver sous l’écorce des pins blancs ainsi que dans le bois pourri, dans certains champignons ou carcasses en décomposition ainsi que sur les excréments, ces cas sont moins fréquents et ne constituent pas les habitats préférentiels de l’espèce (Brunke et al. 2011). L’hiver, ces espèces hibernent pour survivre aux températures plus froides. Les larves, qui éclosent au printemps, partagent le même habitat que les adultes et se nourrissent de diverses larves pontent par d’autres insectes (Arnett et al. 2001).

    Au Canada, alors qu’encore bien des espèces demeurent encore inconnues, ce sont 1 048 espèces de la famille des Staphylinidae qui ont été répertoriées, lesquels peuvent occuper un large territoire tel le montre la distribution de l’espèce Platydracus violaceus (Campbell et al. 1991).

    Figure 3: Carte de la distribution de Platydracus violaceus à travers le Canada et les Etats-Unis. Publié avec autorisation de l’auteur © Brunke et al. 2011

    Identification du spécimen

    L’identification du spécimen a été effectuée selon la clé de l’article Staphylinidae of Eastern Canada and Adjacent United States (Brunke et al. 2011). L’identification requiert l’étude de traits subtils ayant permis la distinction de l’espèce parmi la famille des Staphylinidae.

    Les figures 4 et 5, annotées, relaient les divers traits caractéristiques ayant permit l’identification du spécimen Platydracus violaceus.

    1. Tout d’abord, l’identification de la sous-famille Staphylininae a été permise grâce à l’absence de coxa postérieur (a).
    2. Ensuite, la combinaison des quelques caractéristiques suivantes a permis de mettre en évidence la tribu Staphilini : les élytres se rencontrant à la ligne médiane du corps (b), un cou large mesurant la moitié de la tête (c) et la base des antennes séparées par une distance plus grande que celle séparant les yeux de la base des antennes (d).
    3. Notre spécimen possédait cinq tarsomères par tarse (e), des palpes maxillaires et labiaux courts (f), des ponctuations sur la surface dorsale du cou (g) et une tête au bout étroit plus large que la moitié de la longueur du pronotum (h). Ces caractéristiques nous ont permis d’identifier la sous-tribu Staphilinina.
    4. Finalement, notre spécimen fait partie du genre Platydracus, car il possède un pronotum ponctué aux angles ronds (i) avec une ligne non ponctuée médiane en son centre (j). De plus, les setae (poils) situés sur les côtés de la tête ne sont pas limités à la moitié antérieure de la tempe (k).
    Figure 4. Vue latérale de l’espèce Platydracus violaceus démontrant l’absence de coxa postérieur.
    Figure 5. Illustration de l’espèce Platydracus violaceus vue dorsalement  avec identification des structures anatomiques observables. © Illustration et identification réalisée par Virginie Juteau CC BY-NC-ND 4.0

    Les caractéristiques les plus remarquables de Platydracus violaceus sont les élytres violets aux reflets métalliques et les poils pâles recouvrant certaines parties de l’abdomen. Il est possible de confondre Platydracus violaceus avec Platydracus viridanus, ce dernier ayant des élytres violets lorsqu’il est exposé à des substances toxiques se trouvant dans des trappes à insectes. Dans le cas de notre spécimen, capturé dans son habitat naturel, aucune exposition à un agent n’a eu lieu. De plus, P. violaceus possède des pattes entièrement noires et un pronotum aussi large que la tête, ce qui n’est pas le cas de P. viridanus (Brunke et al. 2011).

    Figure 6. Vue dorsale de l’abdomen de l’espèce Platydracus violaceus ainsi que des poils caractéristiques les recouvrant.

    Références:

    Arnett Jr, R. H., & Thomas, M. C. (Eds.). (2000). American Beetles, Volume I: Archostemata, Myxophaga, Adephaga, Polyphaga: Staphyliniformia. CRC Press, Boca Raton, FL.

    Brunke A., Newton A., Klimaszewski J., Majka C. Et Marshall S. (2011). Staphylinidae of Eastern Canada and Adjacent United States. Key to Subfamilies ; Staphylininae : Tribes and Subtribes, and Species of Staphylinina. Canadian Journal of Arthropod Identification 12., pp.1-111. DOI: 10.3752/cjai.2011.1

    Campbell, J.M., Davies, A. (1991). Canadian National Collection of Insects, Arachnids and Nematodes (dernière mise à jour en 2013). Repéré à : http://www.canacoll.org/Coleo/Checklist/PDF%20files/STAPHYLINIDAE.pdf

    Chagnon, G. et Robert, A. (1962) .Principaux coléoptères de la province de Québec (2e éd.). Montréal, Canada : Les Presses de l’Université de Montréa

    Grebennikov, V. V., & Newton, A. F. (2009). Good-bye Scydmaenidae, or why the ant-like stone beetles should become megadiverse Staphylinidae sensu latissimo (Coleoptera). European Journal of Entomology, 106(2), 275-301

    Klimaszewski, J., Newton JR, A. F., & Thayer, M. K. (1996). A review of the New Zealand rove beetles (Coleoptera: Staphylinidae). New Zealand journal of zoology, 23(2), 143-160. DOI: 10.1080/03014223.1996.9518074

    Levesque, C., Levesque, G.-Y. (1995). Abundance, Diversity and Dispersal Power of Rove Beetles (Coleoptera : Staphylinidae) in a Raspberry Plantation and Adjacent Sites in Eastern Canada. Journal of the Kansas entomological society, 68(3), 355-370

    Cline, A. R. (2011). Checklist of the Beetles of Maine, USA. The Coleopterists Bulletin, 65(4), 364-365.

    Newton, A. F., Jr. (1990). Insecta: Coleoptera Staphylinidae adults and larvae. In D. L. Dindal (ed.), Soil Biology Guide. Chap. 38, pp. 1137-1174. John Wiley and Sons, Inc., New York

    Paulian, R. (1988). Biology of the Coleoptera. Editions Lechevalier
     
    Stork, N. E., McBroom, J., Gely, C., & Hamilton, A. J. (2015). New approaches narrow global species estimates for beetles, insects, and terrestrial arthropods. Proceedings of the National Academy of Sciences, 112(24), 7519-7523.
    White, R. E. (1998). The Beetles of North America (Vol. 29). Houghton Mifflin Harcourt.
  • Chauliognathus pennsylvanicus (DeGeer 1774)

    Chauliognathus pennsylvanicus (DeGeer 1774)

    Par Laurent Gagné et Jérémie Lachance

    insecte1
    Nos deux spécimens ont été capturés, par filet à insectes, en même temps à la station biologique des Laurentides sur le sentier menant au Lac Corriveau, et ce, sur des plantes à fleurs le 1er Septembre 2016

    Classification

    Ordre : Coleoptera

    Superfamille : Elateroidea

    Famille : Cantharidae

    Sous-famille : Chauliognathinae

    Tribu : Chauliognathini

    Genre : Chauliognathus

    Espèce : Chauliognathus pennsylvanicus

    Taxonomie:
    Chauliognathus pennsylvanicus, décrit par DeGeer en 1774, est  un insecte de l’ordre des coléoptère qui fait partie de la famille des Cantharidae ou «soldier beetles», c’est-à-dire scarabés soldats. L’ordre des coléoptères est extrêmement diversifié et compte plus de 350 000 espèces identifiées. Premièrement, le groupe des coléoptères possède une apomorphie, c’est-à-dire une caractéristique unique à cet ordre qui les définit et les unit en un groupe. Cette caractéristique est l’épaississement des ailes antérieures pour former les élytres (une sorte de carapace protégeant les ailes). De plus, une caractéristique intéressante de la famille des scarabés soldats est que leurs élytres sont beaucoup plus molles et flexibles que celles de la majorité des coléoptères (Pelletier, G., & Hébert, C., 2014). Morphologiquement, Chauliognathus pennsylvanicus  ressemble à son proche cousin la luciole, mais n’émet pas de bioluminescence (Mahr, S., 2009).

    firefly-vs-chauliognathys

    Copyright © 2014 Jesse Christopherson

    Photo de luciole d’un usager de Flickr: Jesse Christopherson avec une license de CC BY-ND-NC 1.0

    Identification:

    Ce coléoptère est relativement simple à identifier si on s’y attarde un peu. En effet, il est très distinctif puisqu’il n’y a pas beaucoup d’autres «scarabés soldats» qui lui sont similaires. À sa taille adulte, sa longueur varie de 9 à 11 mm (Coin, P., 2004) et il possède de très longues antennes de 10 segments. Sa coloration est, par contre, l’élément clef qui permet de l’identifier sans faute. Son pronotum et ses élytres sont de couleur orange avec des taches noires de grosseurs variables sur l’extrémité. Donc, il nous a été possible d’identifier nos spécimens simplement à l’aide d’une clef d’identification d’espèces ainsi qu’en les comparant ensuite avec des photos de la littérature.

    antennes

    Distribution géographique et habitat:

    Chauliognathus pennsylvanicus est très répandu à travers l’Amérique du nord et est une des espèces les plus communes de la famille Cantharidae dans cette région. En effet, on peut retrouver ce coléoptère à travers le territoire couvert entre la Floride et le Québec (Pennsylvania Leatherwing Beetle Bug Information, 2014). On retrouve ce coléoptère dans les champs, sur les bords de route ou dans les jardins et les bosquets et plus particulièrement sur des plantes à fleurs (angiospermes). Effectivement, tout endroit ouvert où se trouvent des plantes à fleurs risque fortement d’héberger cette espèce.

    Cycle de vie:

    Ce coléoptère est beaucoup plus actif de jour. À l’automne l’adulte pond ses oeufs sous une petite couche de terre ou dans les feuilles mortes et les oeufs resteront ainsi tout l’hiver. Au printemps, les oeufs éclosent et les larves se nourrissent d’autres petits insectes ainsi que d’oeufs lors de leur croissance. Celles-ci restent principalement au sol pour se nourrir jusqu’au stade adulte. Le stade adulte est atteint durant les mois d’août et septembre, la majorité de la population de cet insecte est donc active durant ces mois. Ils grimperont sur les plantes pour s’alimenter d’insectes comme les pucerons, mais aussi de nectar, de pollen et principalement de la fleur solidage, aussi connue sous le nom de verge d’or. Comme mécanisme de défense, l’adulte est capable de sécréter un produit chimique nauséabond comme moyen de protection face aux prédateurs (Newton, B., 2006)

    Importance écologique:

    La diète de ce coléoptère, comprenant en majorité des pucerons qui se retrouvent sur des fleurs, apporte un impact positif à plus grande échelle sur son milieu (Pennsylvania Leatherwing Beetle Bug Information, 2014). En effet, les pucerons sont le fléau de tout jardinier et Chauliognathus pennsylvanicus est un atout majeur pour le contrôle de ces pestes, car sa présence sur les fleurs permet une alternative de lutte biologique contre celles-ci. De plus, puisqu’il passe la majorité de son temps à se déplacer de fleur en fleur, cela fait de lui un très bon pollinisateur secondaire. Tout ceci fait de ce coléoptère une espèce qui permet à la fois aux jardiniers de combattre les pucerons (très dangereux pour la santé des plantes) ET de polliniser les fleurs par ses déplacements sur celles-ci!

    Bibliographie

    Coin, P. (2004, February 16). Species Chauliognathus pensylvanicus – Goldenrod Soldier Beetle. Retrieved November 02, 2016, from http://bugguide.net/node/view/438

    Newton, B. (2006, July 5). Soldier Beetles of Kentucky – University of Kentucky Entomology. Retrieved November 02, 2016, from http://www.uky.edu/Ag/CritterFiles/casefile/insects/beetles/soldier/soldier.htm

    Pelletier, G., & Hébert, C. (2014, February 28). Cantharidae of Eastern Canada. Retrieved November 02, 2016, from http://cjai.biologicalsurvey.ca/ph_25/ph_25.html

    Mahr, S. (2009, August 17). Goldenrod Soldier Beetle, Chauliognathus pennsylvanicus. Retrieved November 02, 2016, from http://wimastergardener.org/article/goldenrod-soldier-beetle/

    Pennsylvania Leatherwing Beetle Bug Information. (2014, March 3). Retrieved November 02, 2016, from http://www.insectidentification.org/insect-description.asp?identification=Pennsylvania-Leatherwing-Beetle

     

  • Ceruchus piceus (Weber 1801)

    Ceruchus piceus (Weber 1801)

    Par Khalil ABAS et Margaux DUBÉ

    Texte et photographies ©2016 CC BY-SA 4.0, les auteurs

    L’espèce Ceruchus piceus (Figure 1) a été décrite pour la première fois en 1801, par l’entomologiste allemand Friedrich Weber (1781-1823), dans son deuxième ouvrage intitulé “Observationes entomologicae“.

    Figure 1 : Imago femelle de Ceruchus piceus dans une souche de bois en décomposition.
    Figure 1 : Imago femelle de Ceruchus piceus dans une souche de bois en décomposition (Photo prise par Khalil Abas à la SBL le 1er septembre 2016).

    Le spécimen a été collecté à la main dans une souche de bois en décomposition (Figure 2) à proximité du sentier en direction du lac Geai au site 3 : 45.992°N,74.001°W le 1er septembre 2016 à la Station de biologie des Laurentides (SBL) (Figure 3). Ce territoire faisant parti du domaine climacique de l’érablière à bouleaux jaunes est caractérisé par des forêts mixtes. Plus particulièrement, le lieu de collecte se situe dans une communauté perturbée dominée par le bouleau blanc et le peuplier à grandes dents (Savage, 2001).

    Figure 2 : C. piceus au sein de sa chambre après sa mue imaginale (Photo prise par Khalil Abas à la SBL le 1er septembre 2016).
    Figure 2 : C. piceus au sein de sa chambre après sa mue imaginale (Photo prise par Khalil Abas à la SBL le 1er septembre 2016).
    Figure 3 : Localisation de la collecte à la SBL.
    Figure 3 : Localisation de la collecte à la SBL (Imagerie © Cnes/Spot Image, DigitalGlobe, Landsat. Édité par Khalil Abas).

    Classification

    Embranchement :              Arthropoda
    Sous-Embranchement :    Hexapoda
    Classe :                                  Insecta
    Ordre :                                   Coleoptera
    Super-Famille :                    Scarabaeoidea
    Famille :                                Lucanidae
    Sous-Famille :                      Syndesinae
    Genre :                                  Ceruchus
    Espèce :                                Ceruchus piceus

    Identification

    Afin de pouvoir identifier le spécimen de manière précise, il a été nécessaire d’utiliser différentes clés d’identification (Hardy, 2014; VanDyk, 2015). Le processus a été relativement facile puisque le spécimen comporte des caractères spécifiques faciles à observer et il y a peu d’autres espèces du même genre en Amérique du Nord.

    Tout d’abord, en observant sa morphologie générale, on remarque immédiatement ses élytres, caractère apomorphique de l’ordre des Coleoptera (Figure 4 – 1). Ce sont les ailes antérieures qui ont été modifiées pour protéger les ailes postérieures et l’abdomen. En général, on remarque également un grand prothorax et des pièces buccales broyeuses, des caractères plésiomorphiques pour cet ordre.

    Figure 4 : Vue dorsale et ventrale de C. piceus (Photo prise par Khalil Abas)

    Le spécimen appartient à la super-famille des Scarabaeoidea. En effet, son prothorax élargi est modifié pour faciliter le fouissage avec des coxas larges et on peut aussi voir que ses pro-tibia sont dentés, caractéristique des pattes fouisseuses (Figure 4 – 2,3,4). De plus, les antennes sont lamelliformes, bien que peu visibles dans notre cas. La super-famille Scarabaeoidea correspond à un ensemble diversifié et cosmopolite d’insectes (on en retrouve même en Arctique) avec plus de 30 000 espèces connues. Elle comprend les coléoptères les plus familiers puisqu’ils sont de large taille, de couleurs souvent vives et qu’ils peuvent avoir une certaine importance culturelle.  Par exemple, ils avaient une place importante dans la mythologie égyptienne (Arnett et al., 2002).

    Cette super-famille est divisée en douze familles, dont onze se retrouvent en Amérique du Nord. L’élément clé qui a permis de déterminer que le spécimen appartient à la famille Lucanidae est la morphologie des antennes. Celles-ci ont la particularité d’avoir des lamelles immobiles, écartées les unes des autres et très peu aplaties (Arnett, R. H. et JR., 1968) (Figure 5 – 5), alors que les autres familles ont des antennes avec des lamelles plus aplaties, collées les unes sur les autres, et qui peuvent s’ouvrir en éventail. Les Lucanidés partagent ce caractère avec deux autres familles : Passalidae et Diphyllostomatidae, sauf que certains autres caractères permettent de les distinguer facilement. Passalidae a une strie centrale sur le prothorax, des élytres profondément striés et une corne dorso-médiane. Diphyllostomatidae est relativement poilu et se retrouve seulement sur la côte ouest  (Scholtz, 1990).

    Figure 5 : Vue latérale de la tête de C.piceus.
    Figure 5 : Vue latérale de la tête de C.piceus (Photo prise par Khalil Abas).

    Normalement, les Lucanidés sont aussi caractérisés par leurs antennes géniculées. Cependant, une de ses sous-familles, les Syndesinae, à laquelle le spécimen appartient, est une exception où les antennes sont non géniculées (Figure 6 – 6) (Arnett et al., 2002).

    Figure 6 : Vue frontale de C. piceus.
    Figure 6 : Vue frontale de C. piceus (Photo prise par Khalil Abas).

    Cette sous-famille compte deux genres : Ceruchus et Sinodendron. Le genre Sinodendron est caractérisé par une corne céphalique chez le mâle et un tubercule médian chez la femelle. De plus, on le retrouve seulement sur la côte ouest de l’Amérique du nord. Le genre Ceruchus, quant à lui, n’a ni corne ni tubercule et il compte sept espèces, dont trois en Amérique du Nord. On en retrouve deux à l’Ouest du continent et une à l’Est (Ratcliffe, 1991). C’est ainsi que l’on peut déduire que le spécimen est Ceruchus piceus, le seul Syndesinae connu au Québec.

    Il a été facile de déterminer que le spécimen est une femelle puisque comme pour tous les Lucanidés, Ceruchus piceus a un dimorphisme sexuel marqué, principalement au niveau des mandibules.  La femelle a de petites mandibules (Figure 6 – 7), son pronotum est plus arrondi que celui du mâle (qui est rectangulaire) et les stries sur ses élytres sont fortement ponctuées. Le mâle, quant à lui, a de grandes mandibules allométriques, c’est-à-dire proportionnelles à la taille de son pronotum, et ayant chacune deux dents sur la marge interne. C’est d’ailleurs de là que les Lucanidés tirent leur nom commun en anglais : « Stag beetle », qui réfère aux bois de cerf.  Ces mandibules sont utiles pour le combat contre les autres mâles durant la période de reproduction. De plus, la tête du mâle a des crêtes sur les côtés et une large dépression au centre, ce qui est absent chez la femelle (Ratcliff, 1991)

    Description

    Ceruchus piceus est un petit Lucanidé de 10 à 14 millimètres de long (sans les mandibules). La coloration des adultes va du noir au brun rouge foncé (Hardy, 2014). Chacun des deux élytres possède cinq stries avec des intervalles ponctués. Il vit dans les arbres étant à leur deuxième ou troisième stade de décomposition (Daggy, 1946).  On le retrouve sur plusieurs essences d’arbres : le bouleau, le pin, l’aulne, le cerisier tardif (Hoffman, 1937) et le chêne (Blatchley, 1910). Il occupe la partie est de la région Néarctique, soit du nord-est des États-Unis vers l’Ontario et le Québec au Canada, jusqu’au sud des États-Unis. Sa limite à l’ouest étant le Nebraska (Ratcliff, 1991) (Figure 7).

    Figure 7 : Distribution géographique de Ceruchus piceus.
    Figure 7 : Distribution géographique de Ceruchus piceus (Graphisme par Khalil Abas).

    Cycle de vie 

    Bien que le cycle de vie de Ceruchus piceus soit peu documenté, celui de la famille Lucanidae est connu et varie peu d’une espèce à l’autre. Celui-ci se passe principalement dans le bois en décomposition des forêts de conifères ou de feuillus (Ratcliffe, 1991). Les Lucanidés sont des décomposeurs qui contribuent au cyclage naturel des nutriments dans l’écosystème forestier. Leur cycle de vie est caractérisé par un stade larvaire prolongé, variant jusqu’à 6 ans, selon l’espèce et le climat. Un hiver ou un printemps plus froid peut ralentir le développement larvaire et donc le cycle au complet. Ainsi, le cycle de vie (Figure 8) peut être considéré comme le suivant :

    (1) Suite à l’accouplement, l’imago femelle va chercher un arbre en décomposition qui lui semble adapté pour y déposer ses œufs. La ponte se fait généralement dans une crevasse d’écorce dans laquelle l’imago femelle creuse afin de préparer le nid (Ratcliffe, 1991). Peu de temps après sa ponte elle meurt.

    (2) L’éclosion des œufs prend environ trois semaines à un mois. Les larves sont xylophages, c’est-à-dire qu’elles se nourrissent de bois. Puisqu’il est difficile à digérer, les larves vivent en symbiose avec des micro-organismes dans leur système digestif qui les aident à le dégrader (Marshall, 2003). La larve naît aveugle avec un corps de couleur crème et une tête distincte de ses mandibules. Elle a aussi un organe de stridulation au niveau de ses pattes qu’elle utilise pour communiquer avec les autres larves (Ratcliffe, 1991). Étant donné qu’elle a une tête sclérifiée, donc rigide, la larve doit muer deux fois afin de pouvoir grandir. La première mue devrait se produire avant le début de l’hiver, selon la qualité du bois. Environ un an plus tard, elle réalise sa deuxième mue pour atteindre son troisième et dernier stade larvaire. Comme il y a peu de nutriments dans le bois, ce stade est le plus long, s’étale sur plusieurs années (Marshall, 2003), et il lui sert à préparer des réserves de graisse pour sa vie d’imago. Au cours de ces années, la larve aura eu le temps de creuser de nombreuses galeries d’alimentation dans l’écorce.

    (3) Lorsque ses réserves sont suffisantes et que l’été est arrivé, la larve arrête de se nourrir et se prépare une chambre à l’aide de bois décomposés pour faire sa nymphose (Chu et Cutkomp, 1992). Chez certaines autres espèces de la même famille Lucanidae, comme Lucanus cervus, les larves migrent vers le sol pour faire leur nymphose (Marshall, 2003). Cependant, bien que ce stade n’ait pas été décrit pour Ceruchus piceus, nos observations sur le terrain indiquent que pour cette espèce cette étape se produit dans une souche de bois en décomposition (Figure 2). La nymphe restera enfouie pendant approximativement 3 mois avant de devenir adulte. Cette étape est le moment le plus vulnérable de la vie d’un Lucanidé.

    (4) La mue imaginale, c’est-à-dire la dernière mue pour atteindre son stade final, se produit à la fin de l’été jusqu’au début de l’automne. L’imago passera l’hiver au sein de sa chambre dans le bois avant d’en émerger à la fin du printemps suivant (Harvey, 2007) (Figure 2).

    (5) L’imago va se frayer un chemin jusqu’à l’air libre à l’aide de ses mandibules et de ses pattes prothoraciques. Ensuite, il vivra le temps d’une saison, un temps court qu’il devra optimiser pour la reproduction et la continuité de l’espèce. Les imagos sont plus actifs à la tombée de la nuit où ils sont mieux protégés contre les prédateurs. C’est à ce moment qu’il est le plus probable d’observer des mâles se battre avec leurs mandibules, dans le but de s’accoupler avec une femelle. En général, ils  ne mangent pas, mais ils peuvent se nourrir de la sève de certains arbres ou du nectar de fleurs (Arnett et al., 2002).

    Figure 8 : Cycle de vie de Ceruchus piceus.
    Figure 8 : Cycle de vie de Ceruchus piceus (Graphisme par Margaux Dubé et Khalil Abas).

    Adaptation au froid

    Ceruchus piceus possède une adaptation particulière pour survivre aux hivers rigoureux du nord-est de l’Amérique du Nord. L’adaptation la plus commune pour les insectes dans l’hémisphère nord est la tolérance au gel par la production de molécule antigel pendant la période hivernale (Sinclair et Chown, 2005). Cependant, ce n’est pas le cas de Ceruchus piceus, qui évite le gel inoculatif initié par la glace externe à travers la cuticule en supprimant les noyaux glacigènes (molécules favorisant la formation de cristaux de glace) (Dumans, 2001).

    Cela lui permet de diminuer son point de surfusion d’approximativement 20°C, c’est-à-dire que l’eau présente dans son corps peut descendre à des températures inférieures à son point de fusion sans se solidifier. Cela est possible en supprimant un type de lipoprotéines spécifiques (LPINs, transporteurs de lipides) de l’hémolymphe et du tube digestif. La suppression des LPINs n’engendre aucun problème pour C. piceus, car elles sont moins utiles en hiver. En effet, à cause des basses températures, l’insecte entre en diapause, qui induit une réduction de l’activité métabolique. Deux hormones impliquées dans ce phénomène ont été identifiées : l’hormone adipokinetic (AKH) et l’hormone juvénile (JH). AKH augmente l’activité des noyaux glacigènes par la libération de LPINs alors que JH permet de la diminuer (Xu et al., 1990). La suppression des noyaux glacigènes est une alternative plus favorable énergétiquement que la production de molécules antigel, qui doivent se retrouver en grande concentration dans l’organisme pour être efficace (Neven et al., 1986).

    Bibliographie

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    Blatchley, W.S. 1910. Coleoptera or Beetles Known to Occur in Indiana. Nature Publishing Co., Indianapolis, Ind. 1385 pp.
    Chu, H.F. et L.K. Cutkomp. 1992. How to Know the Immature Insects. Wm. C. Brown Publishers, Dubuque, Iowa. 346 pp.
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  • Trigonarthris proxima (Say 1824)

    Trigonarthris proxima (Say 1824)

    Par Zoila CHAMPA SCHWARTZ et Vivianne FORGET

    Photos réalisées par Zoila Champa Schwartz et Vivianne Forget

    portada
    Figure 1: Trigonarthris proxima

    Le spécimen a été capturé à la main, le 1r septembre 2016 à la Station de biologie des Laurentides.

    Classification

    Ordre : Coleoptera
    Famille : Cerambycidae
    Sous-famille : Lepturinae
    Genre : Trigonarthris
    Espèce : T. proxima

    Identification

    Afin d’identifier notre spécimen, nous avons utilisé un livre d’identification d’insectes du Québec. Tout d’abord, la présence d’élytres ainsi que la présence de pièces buccales de type broyeur est représentatif de l’ordre Coleoptera et ces caractéristiques se retrouvent chez notre spécimen. Ensuite, la famille des Cerambycidae se confirme en grande partie par la longueur des antennes. Celles-ci sont soit plus grandes ou égales à la moitié du corps et correspond à l’insecte observé. En fait, ces insectes sont communément appelés longicornes due à cette caractéristique (Monné, 2009). Ensuite, notre spécimen fût associé à la sous-famille des Lepturinae. Celle-ci est souvent caractérisée par la présence « d’épaules » car le protonum se ramifie à la base de l’élytre de l’insecte (Bugguide, 2003-2016). Étant donné que le guide d’identification utilisé s’arrête à la sous-famille, nous avons pu en profiter pour voir la collection spectaculaire d’insectes de la Collection Ouellet-Robert. Nous avons alors comparé différents spécimens de Lepturinae retrouvés dans la collection jusqu’à un seul genre : Trigonarthris.
    Finalement, il ne manquait plus qu’à déterminer l’espèce. Ce fût une tâche difficile car l’identification ne pouvait se faire que visuellement et deux  espèces se ressemblent particulièrement ; Trigonarthris proxima et Trigonarthris minnesotana. Toutefois, le dernier sternite sur l’abdomen des ces deux espèces est différent. Chez Trigonarthris minnesotana, le dernier sternite de l’abdomen est échancré à son extrémité (Gorton Linsley et Chemsak, 1976), ce qui n’est pas le cas pour notre spécimen. Ce dernier est donc Trigonarthris proxima.

    Anatomie externe

    Dans les espèces appartenant à la famille des Cerambycidae, on peut retrouver les plus petits mais aussi les plus gros coléoptères connus dans le monde (Gorton Linsley, 1959). Toutefois, Trigonarthris proxima mesure en moyenne entre 15mm à 19mm  (Chagnon, 1962). La majorité des espèces appartenant au genre Trigonarthris possèdent un corps allongé, cylindrique. Ceux-ci ont certains caractères clés importants servant à les différencier des autres familles d’insectes.
    Au niveau de la tête (Figure 2), on y retrouve des pièces buccales de type broyeur sur la tête allongé et inclinée vers le bas (Gorton Linsley et Chemsak, 1976). Les antennes sont noir, minces, rarement épaisses, et elles sont soit plus longues ou égales à la moitié de leur corps. Ces antennes prennent d’ailleurs naissance dans l’échancrure des yeux.
    Au niveau du thorax (Figure 3), celui-ci possède une paire d’élytres parallèles ou graduellement rétrécies jusqu’à la base. Le prothorax est plus étroit à l’extrémité (Chagnon, 1962). Chez Trigonarthris proxima, leurs élytres sont dans des teintes jaunâtres avec l’extrémité noire. L’extrémité des élytres sont tronquées de manière soit carré ou oblique et les angles de ces troncatures peuvent être épineux. Leur pronotum est noir avec une longue pubescence jaune, c’est-à-dire qu’il est couvert d’un fin duvet de poils.
    On peut difficilement différencier une femelle d’un mâle pour Trigonarthris proxima simplement à première vue. En fait, on caractérise de plus robuste les femelles (Gorton Linsley et Chemsak, 1976). Les antennes des femelles sont légèrement plus longues que la moitié des élytres. L’extrémité du dernier sternite ou métamère (Figure 4) au niveau de l’abdomen des femelles est plus rond, contrairement au mâle qui est davantage pointu.

    fig-2
    Figure 2 : Tête de Trigonarthris proxima ; 1 –  Pièces buccales de type broyeur. 2 –  Antennes noires . 3 – Yeux composés
    fig-3
    Figure 3 : Trigonarthris proxima ;  1 – Antennes un peu plus longues que la moitié du corps . 2 – Élytres jaunâtres avec l’extrémité noire et plus étroit à la base . 3 –  Pronotum noir avec pubescence jaune
    fig-4
    Figure 4 :  1 –  Abdomen (composé de 5 métamères)

    Distribution géographique

    La famille des Cerambycidae est distribué partout à travers le monde et dans la plupart des habitats, que ce soit en très haute altitude dans les montagnes ou à basse altitude au niveau de la mer (Monné et al., 2008). Le genre Trigonarthris est répertorié dans l’est de l’Amérique du nord, et aucune espèce de ce genre n’a été trouvée ailleurs. Ceux-ci se retrouvent au Canada et aux États-Unis. D’ailleurs, on peut retrouver l’espèce Trigonarthris proxima dans les provinces de Manitoba, Ontario, Québec et de la Nouvelle-Écosse au Canada (Bousquet, 1991) et au Missouri et Lake George (New York) aux États-Unis (Gorton Linsley, 1976).

    Biologie et comportement

    Comme il existe peu de documentations sur cette espèce d’insecte en particulier, on peut davantage parler de la sous-famille des Lepturinae. Ceux-ci sont polyphages et utilisent en générale comme hôte des angiospermes ou gymnospermes (Gorton Linsley, 1959). Au stade larvaire, ils vont se nourrir de bois en décomposition (Gosling, 1986). Les espèces adultes quant à elle se nourrissent à partir des fleurs. Ceux-ci peuvent démontrer une préférence pour des espèces de fleurs distinctes. Par exemple, les Lepturinae vont être davantage attirés vers des fleurs au soleil. Ils consomment le nectar, le pollen et ou encore le stamen des fleurs. D’ailleurs, si on observe attentivement leur anatomie (tête longue et allongé vers le bas et des maxillaires couvertes de poils) cela peut représenter des adaptations qui se seraient développées dans le but d’extraire plus facilement le pollen et le nectar des fleurs. Comme la plupart des insectes visitant les fleurs, les Lepturinae utilisent le mimétisme batésien. Ce dernier s’exprime chez ce groupe par leur corps allongé et une coloration plus vive. On les retrouve par conséquent au printemps et en été. On peut associer Trigonarthris proxima avec les plantes et fleurs suivantes ; Ulmus americana, Asclepias syriaca, Daucus carota, Heracleum maximales, Sambucus canadensis, Sorbaria sorbifolia, Spiraea alba, Thalictrum dasycarpum (Gosling et Gosling, 1986).
    Chez les Lepturinae, la copulation a lieu durant le jour (Gorton Linsley, 1959). La reproduction est assez commune à tous les Cerambycidae. Les mâles ont des sens olfactifs sur leur antennes, ce qui leur permettent de détecter les femelles. D’ailleurs, les Lepturinae démontrent des comportements sexuels différents selon leur espèce (Michelsen, 1963). La femelle peut être stimulé par le mâle de différentes manières. Ces derniers comprend la stimulation par le léchage, par tapage sur les élytres de la femelle ou encore une combinaison des deux, Une autre stratégie serait d’agripper l’antenne de la femelle. Le mâle peut démontrer son excitement en bougeant ses antennes.
    Un autre fait surprenant concernant les Lepturinae: ils peuvent produire des sons (Gorton Linsley, 1959)! En effet, en frottant l’intérieur du bord postérieur du prothorax et une région striée du mésotonum, ceux-ci sont capable de produire du bruit. Le but de ce comportement reste encore inexpliqué. Plusieurs hypothèses ont été décrites. L’une d’entres elles démontre que lorsqu’un lepturiné se fait capturer, il produit du bruit afin de se défendre. Une autre théorie explique que le bruit est lié à la recherche d’un partenaire sexuel. La dernière théorie explique que certains lepturinés tentent d’imiter le son d’autres insectes, comme des abeilles, pour se protéger et faire peur au prédateur.

    Références

    Bousquet, Y., 1991. Checklist of beetles of Canada and Alaska. Éditions Agriculture Canada, Ontario, 259-301 p.

    Chagnon, Gustave, 1962. Principaux coléoptères du Québec 2e édition, Département de Biologie de l’Université de Montréal, Montréal. 237-248.

    Gorton Linsley, E. et J. A. Chemsak, 1976. Cerambycidae of North America, Part VI, no 2 : Taxonomy and classification of the subfamily Lepturinae, University of California press, 80 : 162-166.

    Gosling, D. C. L. et N. M. Gosling, 1977.  An annotated list of the Cerambycidae of Michigan (Coleoptera) part II, the subfamilies Lepturinae and Lamiinae. The Great Lakes Entomologist; The Michigan Entomological Society, 10 (1) : 1-15.

    Gosling, D. C. L. et N. M. Gosling, 1986. Ecology of the Cerambycidae (Coleoptera) of the Huron Nountains in northern Michigan. The Great Lakes Entomologist; The Michigan Entomological Society, 19 (3): 153-162.

    Identification, Images, & Information pour les insectes, les araignées et leur Kin Pour les États-Unis et Canada. Repéré à http://bugguide.net/node/view/15740

    Mccorquodale, D. B., J. M. Brown et S. A. Marshall, 2007. A decline in the number of long-horned wood boring beetle (Coleoptera : Cerambycidae) species in Ontario during the 20th century? JESO, 138 : 107–135
    http://www.entsocont.ca/uploads/3/0/2/6/30266933/138_107_135.pdf

    Michelsen, A., 1963. Observations on the sexual behaviour of some longicorn beetles, subfamily Lepturinae (Coleoptera, Cerambycidae). Behaviour, Vol 22 : 152-166 http://booksandjournals.brillonline.com/content/journals/10.1163/156853963×00338

    Monné, M. A. et  L. G. Bezark., 2009. Checklist of the Cerambycidae, or longhorned beetles (Coleoptera) of the western hemisphere. BioQuip Publications, Rancho Dominguez, CA. Nouveau Monde Cerambycidae Catalogue. Repéré à
    https://apps2.cdfa.ca.gov/publicApps/plant/bycidDB/wdefault.asp?w=

    Ray, A. M., R. A. Arnold, I. Swift, P. A. Schapkerm, S. McCann, C. J. Marshall, J. S. McElfresh et J. G. Millar, 2014. Desmolactone is a sex pheromone or sex attractant for the endangered valley elderberry longhorn beetle Desmocerus californicus dimorphus and several congeners (Cerambycidae: Lepturinae). Repéré à
    https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC4270785/

    Ressources naturelles Canada. Repéré à http://www.rncan.gc.ca/accueil

    USDA, United States Department of Agriculture, Natural Resources Conservations Services. Repéré à http://plants.usda.gov/java/

  • Graphoderus liberus (Say 1825)

    Graphoderus liberus (Say 1825)

    par Geneviève Leblanc et Dominique Caron

    Texte, dessin, et photographies © 2016 CC BY-SA 4.0, les auteurs

    cote-graphoderus
    L’insecte a été attrapé dans une mare de la tourbière bordant le Lac Geai à la Station de Biologie des Laurentides au moyen d’un filet troubleau.

    Identification

    La première étape dans l’identification d’un insecte est de déterminer l’ordre auquel appartient l’individu. Ainsi, la présence d’élytres (ailes postérieures modifiées) nous permet d’affirmer qu’il s’agit d’un Coléoptère.

    L’identification à la famille et à la sous-famille s’est effectuée avec le guide d’identification “Les insectes du Québec” et grâce aux connaissances de l’habitat de l’insecte (Dubuc, 2007).

    Afin de déterminer le genre, les critères suivants ont été utilisés dans l’ordre :

    –          La petite taille, soit inférieure à 18 mm

    –          L’absence d’épines le long de la marge latérale des élytres

    –          Les éperons des métatibias (tibias des pattes postérieures) émarginés à l’apex

    –          Les ponctuations fines des élytres qui sont peu visibles

    –          Les poils des mésofémurs (fémur des pattes médianes) moins larges que le fémur à leur base

    pattes-natatoires
    Schéma de la patte metathoracique et des éperons émarginés du métatibia.

    Ce dernier critère a permis d’identifier le genre de notre insecte : Graphoderus.

    L’absence de marques noires sur la tête et le pronotum et leur couleur jaune à rouge-brun ont permis de déterminer l’espèce : Graphoderus liberus (Larson et al., 2000).

    petite-tete
    Absence de tâches noires sur la tête et le pronotum, ainsi que la couleur caractéristique de l’espèce

    Ainsi, en récapitulant, cette espèce se trouve dans le genre Graphoderus, la sous-famille Dytiscinae, la famille Dytiscidae, le sous-ordre Polyphaga et l’ordre Coleoptera de la classe Insecta (Larson et al., 2000).

    Cette espèce a été décrite par Say en 1825 et le spécimen type a été collecté dans l’état du Massachussetts. Il s’agit de la plus petite espèce du genre Graphoderus. D’ailleurs, l’espèce est assez distinctive des autres espèce du genre, qui sont assez similaires entre elles. Elle est notamment colorée de façon différente autant au stade larvaire qu’adulte et possède plusieurs caractères structuraux distinctifs. L’espèce devrait être classée dans un sous-genre à part, mais le projet est en attente d’analyses plus poussées (Larson et al., 2000).

    Distribution géographique

    Les dytiques sont présents un peu partout dans le monde, excluant les régions les plus arides. On estime leur diversité à un total de 4 800 espèces, ce qui en fait la famille la plus diversifiée des coléoptères aquatiques (Jäch et Balke, 2008).

    G. liberus est une espèce nord-américaine dotée d’une grande aire de distribution. Celle-ci est transcontinentale. Ainsi, elle se retrouve de Terre-Neuve jusqu’en Colombie-Britannique et a été retrouvée jusqu’en Floride (Larson et al., 2000).

    Comme la grande majorité des dytiques, G. liberus est un coléoptère aquatique. On retrouve généralement cette espèce dans des eaux stagnantes et marécageuses, comme dans les mares de tourbières, et strictement dans les milieux forestiers. Elle peut être une espèce très abondante localement (Larson et al., 2000).

    Écologie

    Les dytiques sont des espèces carnivores, que ce soit au stade larvaire ou au stade adulte. Ils se nourrissent d’autres petits insectes, de zooplanctons et certains peuvent même s’attaquer à des têtards ou à de petits poissons (Oertli et Frossard, 2013).

    Les dytiques possèdent deux paires de glandes qui sécrètent des substances toxiques. Ces substances sont principalement utilisées comme défense contre les prédateurs que sont les poissons. La substance sécrétée par G. liberus rend d’abord le poisson hyperactif, puis l’activité musculaire diminue jusqu’à la mort du malheureux si la dose est suffisante (Miller et Mumma, 1972).

    Autant l’adulte que les stades larvaires vivent dans l’eau. Ainsi, Graphoderus liberus possède de nombreuses adaptations à la vie aquatique. Comme les autres Dytiscidés, cette espèce montre une forme aérodynamique et plutôt compacte. Elle a des pattes natatoires, c’est-à-dire conçues pour la nage. Le tibia, le fémur et/ou le tarse de ces pattes, surtout des pattes postérieures, sont aplatis. Le tarse porte des poils dits natatoires améliorant davantage la nage. Contrairement aux coléoptères terrestres et plusieurs coléoptères aquatiques, les espèces de la famille Dytiscidae activent leurs pattes simultanément comme des rames sur un bateau (Miller et Bergsten, 2016). Celles-ci ont aussi la capacité d’emmagasiner de l’air sous leurs élytres, où se trouvent les huit paires de spiracles (entrée de l’air dans le système respiratoire des insectes) abdominaux. Cette réserve doit être renouvelée constamment à la surface. Par contre, le temps de plongée peut être prolongé par la présence d’une petite bulle d’air se formant à la pointe de l’abdomen. Cette bulle d’air jouerait le rôle de « branchie ». En effet, l’oxygène dissout dans l’eau diffuserait à l’intérieur de cette dernière et le nitrogène produit diffuserait dans l’eau. La taille de la bulle diminuerait et entraînerait alors la remontée de l’insecte vers la surface. Elle permettrait aux Dytiscidés de demeurer très longtemps dans l’eau en période d’inactivité et même potentiellement à survivre sous la glace en hiver (Kehl, 2014).

    bedaine-graphoderus

    Des adaptations à la vie aquatique peuvent aussi être observées chez les larves du genre Graphoderus. Celles-ci peuvent flotter, se mouvoir et nager avec adresse dans la colonne d’eau. Comme l’adulte, leurs pattes possèdent des franges de poils natatoires. L’habileté la plus remarquable de ces larves est leur capacité à plier à grande vitesse leur abdomen lorsqu’elles sont attaquées ou dérangées, ce qui leur permet de se propulser rapidement vers l’arrière. Enfin, leur corps ressemble à une crevette! (Kehl, 2014)

    L’abondance de G. liberus semble être une cause importante de la faible récupération de la diversité en poissons dans certains lacs ayant subi l’acidification de leurs eaux. Les poissons étant très sensibles aux changements de pH, leur quantité peut chuter dramatiquement lors d’un tel phénomène. G. liberus qui est libéré de ses principaux prédateurs, les poissons, peut alors proliférer. Les dytiques étant des animaux assez gourmands, en particulier leurs larves qui peuvent être très voraces, l’augmentation de leur nombre met une pression importante sur leurs proies. Ainsi, le stock de zooplanctons et la diversité en espèces de ces lacs diminuent grandement. Ce bouleversement dans la structure de la chaîne alimentaire a pour effet de ralentir le retour de beaucoup d’espèces dans les lacs en récupération (Arnott et al., 2006).

    predateur-graphoderusBibliographie

    Arnott, S. E., Jackson, A. B. et Alarie, Y. (2006). Distribution and potential effects of water beetles in lakes recovering from acidification. Journal of the North American Benthological Society, 25(4), 811-824. Lien vers l’article : DOI: 10.1899/0887-3593(2006)025[0811:DAPEOW]2.0.CO;2

    Dubuc, Y. (2007). Les insectes du Québec: guide d’identification. Saint-Constant, Québec: Broquet.

    Jäch, M. A. et Balke, M. (2008). Global diversity of water beetles (Coleoptera) in freshwater. Hydrobiologia, 595(1), 419-442. Lien vers l’article : DOI: 10.1007/s10750-007-9117-y

    Kehl, S. (2014). Morphology, Anatomy, and Physiological Aspects of Dytiscids. In Ecology, Systematics, and the Natural History of Predaceous Diving Beetles (Coleoptera: Dytiscidae) (pp. 173-198). Springer Netherlands.

    Larson, D.J., Alarie, Y. et Roughley, R.E. (2000). Predaceous Diving Beetles (Coleoptera: Dytiscidae) of the Nearctic Region, with Emphasis on the Fauna of Canada and Alaska. Ottawa, Canada : NRC Research Press

    Miller, J.R. et Mumma, R.O. (1973). Defensive agents of the American water beetles Agabus seriatus and Graphoderus liberus. Journal of Insect Physiology, 19(4), 917-925. Lien vers l’article : DOI: 10.1016/0022-1910(73)90161-3

    Miller, K. B. et Bergsten, J. (2016). Diving Beetles of the World: Systematics and Biology of the Dytiscidae. Baltimore, USA : Johns Hopkins University Press.

    Oertli, B. et Frossard, P.-A. (2013). Mares et étangs: Écologie, gestion, aménagement et valorisation (1e éd.). Lausanne, Suisse : PPUR Presses polytechniques

  • Lumineux coléoptères

    Lumineux coléoptères

    Article par Joanie Guillemet

    (édité par Étienne Normandin)

    Qui, lors d’une belle soirée de début d’été, n’a pas vu quelques petits points lumineux se balader dans les airs? Quel enfant n’a pas voulu en attraper pour se faire une lanterne…?

    On a beau appeler cet insecte « mouche à feu », il s’agit en fait d’un coléoptère et non d’un diptère… Ces insectes appartiennent à la famille des lampyridae, une famille comptant plus de 2000 espèces, réparties de par le monde. Juste au Québec, on en compte neuf espèces différentes.

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    Luciole, par Terry Priest, sous une licence « creative common » CC BY-SA 2.0.

    Ces fameux coléoptères que l’on nomme également lucioles, lampyres ou vers luisants sont fascinants parce qu’ils produisent une lumière froide, allant du jaune au vert, grâce à leurs organes lumineux, appelés « photophores » situés dans les derniers segments de leur abdomen.

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    Lucioles dans un champs. Photo de Flickr s58y par une licence « Creative Commons ».

    La production de cette jolie lumière est complexe et fort utile pour cette famille de coléoptères.

    On dit que pour produire une lumière d’intensité équivalente à une bougie, il faudrait environ 5000 lucioles bien actives.

    D’abord, il faut savoir que cette lumière est produite par une chaîne de réactions dont l’oxydoréduction (réaction de substances au contact de l’oxygène). Il s’agit d’un phénomène complexe qui n’est pas uniquement propre aux lucioles. Plusieurs espèces vivantes sont bioluminescentes.

    Brièvement, voici comment les lucioles produisent de la lumière. Comme mentionné précédemment, les photophores sont de petits organes qui tapissent l’extrémité de l’abdomen (derniers segments) de la luciole. De chaque côté de l’abdomen de la luciole, il y a des trachées qui permettent de faire entrer l’oxygène dans le corps de la luciole. Les photophores sont formés de cellules lumineuses appelées les photocytes. Ces cellules lumineuses sont groupées autour des trachées. À l’intérieur des photocytes, on retrouve de petits organites ; les peroxysomes. C’est à l’intérieur de ces peroxysomes que la protéine luciférine entre en contact avec l’enzyme luciférase. La réaction chimique qui en découle entraînera l’émission de photons et donc, de lumière!

    Source : http://tpe-bioluminescence.e-monsite.com/pages/1-a-reaction-entre-luciferine-et-luciferase.html
    Source : http://tpe-bioluminescence.e-monsite.com/pages/1-a-reaction-entre-luciferine-et-luciferase.html

    Chimiquement, le « substrat » composé de luciférine, d’ATP et de magnésium (Mg2) entre en contact avec l’enzyme luciférase et l’oxygène. Le résultat de cette rencontre produit de l’oxyluciférine ( réaction d’oxydoréduction) et des photons, de même que de la luciférase. L’oxyluciférine, dans un état excité retournera à un état stable en produisant des photons (lumière) et en émettant du CO2.

    Source : http://tpe-bioluminescence.e-monsite.com/pages/1-a-reaction-entre-luciferine-et-luciferase.html
    Source : http://tpe-bioluminescence.e-monsite.com/pages/1-a-reaction-entre-luciferine-et-luciferase.html

    Au Moyen-âge, bien avant de connaître l’explication scientifique de l’émission luminescente de la luciole, on pensait que la lumière produite par ces insectes était en fait l’expression de l’esprit des morts. Par peur, on vénérait ces insectes.

    On sait maintenant que cette production lumineuse a plusieurs utilités.

    Tout d’abord, il s’agit d’un moyen de communication qui favorise la reproduction. Les mâles, en vol, émettent un signal lumineux relativement faible. Les femelles de leur espèce leur répondent avec un signal plus intense. De plus, les mâles ont les yeux extrêmement sensibles à la lumière ce qui leur permet de trouver rapidement une partenaire disponible.

    La reproduction se fait donc à la noirceur, au printemps et au début de l’été. Après l’accouplement, la femelle dépose ses œufs dans un endroit humide et meurt peu après. Quant au mâle, sitôt l’accouplement terminé, il meurt.

    Il est également intéressant de savoir que chaque espèce a son propre signal lumineux. La luciole émet des molécules d’acide nitrique qui contrôlent l’interruption du signal lumineux et permettent de suivre le rythme propre à l’espèce.

    On peut aussi considérer que c’est une stratégie d’alimentation. Les femelles attirent les mâles d’une autre espèce pour s’en faire un repas facile.

    C’est également un moyen de protection – cette lumière annonce leur mauvais goût. Certaines larves et oeufs produisent également de la lumière, ce qui tend à confirmer cette hypothèse.

    Un élément important consiste également dans le fait qu’une forte présence de lampyridae dans un milieu est un bioindicateur valable pour démontrer de la santé de l’environnement nocturne. La pollution lumineuse nocturne, l’utilisation d’insecticides et les dérèglements climatiques font malheureusement en sorte que les lucioles sont en voie de régression.

    La prochaine fois que vous aurez la chance de voir des lucioles en période de reproduction, prenez le temps de contempler ce spectacle fascinant.

    Pour en savoir plus :

    http://bugguide.net/node/view/85

    http://animals.nationalgeographic.com/animals/bugs/firefly/ (belles photos)

    http://espacepourlavie.ca/insectes-arthropodes/lucioles

    http://www.lesinsectesduquebec.com/insecta/24-coleoptera/lampyridae.htm

    http://seq.qc.ca/mdi/ficheLuciole.html

    http://tpe-bioluminescence.e-monsite.com/pages/1-a-reaction-entre-luciferine-et-luciferase.html

     Gracci, Fiorenza. Science et Vie. D’où vient la lumière des lucioles. Avril 2014. http://www.science-et-vie.com/article/d-ou-vient-la-lumiere-des-lucioles-4945.

     Keller, Gilbert-Andre et al. Firefly luciferase is targeted to peroxisomes in mammalian cells. May 1987. http://europepmc.org/backend/ptpmcrender.fcgi?accid=PMC304849&blobtype=pdf.

    Vidéo intéressant :

    http://assets.nationalgeographic.com/modules-video/latest/assets/ngsEmbeddedVideo.html?guid=00000156-5ca0-dca8-ab77-7df87ca10000

Collection Ouellet-Robert